Chapitre 7 – Conduite et Entretien de la Culture

7) CONDUITE ET ENTRETIEN DE LA CULTURE

Sommaire :

• 7.1) Récoltes
• 7.2) Agitation
• 7.3) Evolution du pH
• 7.4) Ombrage
• 7.5) Niveau d’eau
• 7.6) Fer
• 7.7) Oligoéléments
• 7.8) Comment augmenter la productivité par apport de carbone
• 7.9) Exopolysaccharides (EPS)
• 7.10) Anomalies
• 7.11) Contamination par petits animaux
• 7.12) Contamination par des Droites ou des algues étrangères
• 7.13) Contamination par microorganismes
• 7.14) Empoisonnement chimique
• 7.15) Manque d’oxygène (hypoxie)
• 7.16) Maladies
• 7.17) Métaux lourds
• 7.18) Nettoyage des bassins
• 7.19) Epuration du milieu de culture
• 7.20) Morts subites de cultures

7.1) Récoltes

On récolte de manière à maintenir la concentration en spirulines au niveau désiré, par exemple entre 0,3 et 0,7 g/l, pas forcément tous les jours. Si le milieu est trouble, en tenir compte lors de la mesure de concentration au disque de Secchi. En l’absence de récoltes, avec suffisamment de nutriments, de chaleur et de lumière, la concentration en spiruline croît jusqu’à l’équilibre entre photosynthèse et respiration, correspondant à environ 250 g de spiruline/m² de bassin.

Il n’est pas bon pour la culture de rester longtemps sans être récoltée, à très haute concentration : cela peut même être une cause de mortalité pour elle. Inversement il n’est pas bon d’abaisser la concentration en dessous de 0,4 g/l, en tous cas de 0,3 g/l : la productivité est plus forte aux basses concentrations mais la culture y est moins stable, et la spiruline y est produite avec une teneur en phycocyanine moins élevée.

7.2) Agitation

Agitation (voir § 3.4)

Agitation manuelle : on agite (au moins !) 4 fois par jour, mais la fréquence minimum dépend des conditions et de la souche ; elle augmente avec l’intensité de la lumière et de la flottation. Au milieu d’une journée très chaude, sans ombrage, l’agitation d’une souche flottant fortement doit être très fréquente (au moins deux fois par heure) ou même continue. Cependant il existe des conditions où il peut être préférable de peu agiter car alors la couche supérieure de la culture, plus chaude, produit plus.

Si l’on dispose d’un mode d’agitation électrique sans danger pour les spirulines (par exemple bullage d’air, hélice ou roue à aubes), l’agitation peut être continue (avec quand même un arrêt 15 minutes/heure de préférence). Avec les pompes, il vaut mieux ne pas agiter en continu une souche spiralée (type Lonar), mais seulement 15 ou 30 minutes/heure. L’agitation continue par pompes d’aquarium ou pompes à vortex est possible avec les ondulées (Paracas) et certaines spiralées résistantes. La nuit l’agitation peut théoriquement être arrêtée, mais quand c’est possible deux ou trois agitations nocturnes sont bénéfiques pour diminuer les risques de grumeaux et améliorer l’oxygénation du milieu. L’agitation continue nocturne, quand elle est possible, favorise nettement l’auto-épuration du milieu et réduit les risques de bactéries anaérobies.

La productivité d’une culture intensive dépend fortement de l’agitation, sans que nous soyons encore en mesure de réellement quantifier cet effet. Plusieurs expérimentateurs rapportent des productivités records (jusqu’à 30, voire 40 ou 50 g/jour/m² !) dans des conditions d’agitation excellentes, en général en petits bassins, en tubes ou au laboratoire.

Dans le programme de simulation présenté au chapitre Calcul la convention suivante a été adoptée pour traiter ce problème :

• Pour les bassins ordinaires, dont nous avons l’expérience, le degré d’agitation est défini par la vitesse moyenne de déplacement de la culture, jusqu’à 30 cm/s), avec une influence faible sur la productivité (voir annexe A1 page 86)
• Pour des bassins à systèmes d’agitation perfectionnés, on caractérise encore le degré d’agitation par la vitesse, mais il faut la fixer au-delà de 30 cm/s ; par convention le modèle multiplie alors la vitesse par 8 (par exemple si l’on fixe la « vitesse » à 40, le modèle appliquera 320), ce qui conduit aux très fortes productivités rapportées par certains auteurs, mais que nous ne croyons pas réalistes dans la pratique.

7.3) Evolution du pH

Un bon test de croissance d’une culture est son augmentation de pH. En l’absence de supplémentation en carbone et s’il n’y a pas de carences minérales, pour une alcalinité voisine de 0,1 N, une hauteur de liquide voisine de 20 cm et une concentration en spiruline voisine de 0,4 g/l, avec température et ensoleillement élevés, l’augmentation de pH normale se situe au voisinage de 0,1 unité/jour dans la gamme de pH entre 10 et 10,6.

Cependant en présence de matières organiques dans le milieu, celles-ci peuvent s’oxyder en dégageant du CO2, ce qui contrecarre l’augmentation du pH, et peut même à la limite provoquer une baisse du pH. Une autre façon de vérifier que la photosynthèse est active est d’observer le dégagement d’oxygène à la surface du bassin en l’absence d’agitation.

7.4) Ombrage

En l’absence de supplémentation en carbone le pH peut monter à 11,5 et plus, mais la spiruline ne peut supporter longtemps un pH supérieur à 11,3 et il est même recommandé de limiter le pH à moins de 10,8. Un demi-ombrage suffit généralement à maintenir le pH en dessous de 11. Si l’agitation est bonne, on peut empêcher la montée excessive du pH sans mettre d’ombrage en maintenant un stock de spiruline élevé (> 150 g/m²), c’est-à-dire une concentration en spiruline supérieure à environ 0,7 g/l pour une hauteur de liquide de 20 cm, ce qu’on peut appeler faire un « auto-ombrage ».

L’ombrage est par ailleurs nécessaire quand la température de la culture est trop basse (< 10°C) par grand soleil, sinon la culture peut facilement mourir par photolyse. Il faut par précaution maintenir l’éclairement du bassin en dessous d’une certaine limite qui dépend de trois facteurs simultanés : la température, la concentration en spiruline et la concentration en oxygène dissout. Plus la température et la concentration en spiruline sont basses et plus la concentration en oxygène est élevée, plus il faut modérer l’éclairement pour éviter ou réduire la mortalité des spirulines. Sans qu’on puisse donner des chiffres précis, il est recommandé de maintenir l’oxygène en dessous de 20 ppm (par une forte agitation) et l’éclairement en dessous de 30 klux, surtout si la température est inférieure à 25°C et la concentration en spiruline inférieure à 0,3 g/litre.

Il est une autre occasion où la photolyse peut frapper : c’est aux très hautes températures. Une destruction de spiruline a été observée en quelques heures à 39°C sous un éclairement de l’ordre de 50 Klux. Sous éclairement de 6 Klux au-dessus de 32°C, d’après la thèse de Zarrouk, il n’y a plus à gagner en productivité.

Il faut ombrer aussi pour économiser l’eau en saison sèche, ou si la température a tendance à dépasser 38°C dans la culture.

Une culture sous ombrage est plus facile à récolter et la qualité de la spiruline est améliorée (plus riche en pigments), moyennant une diminution de la productivité qui peut rester modeste.

7.5) Niveau d’eau

Veiller à ajouter de l’eau dans le bassin (de préférence le soir) pour maintenir le niveau voulu. Ne pas ajouter plus de 10 % du volume du bassin par jour. Si l’eau d’appoint est très calcaire il se produit des boues minérales dans le bassin et à la longue il est préférable de les éliminer, mais en même temps l’expérience montre que l’eau calcaire a deux avantages : elle apporte un peu de bicarbonate et surtout la précipitation de carbonate de calcium aide à floculer les impuretés telles que les EPS. L’eau d’appoint contient aussi des sels solubles qui augmentent peu à peu la salinité (de même l’utilisation de nitrate comme source d’azote ou de bicarbonate de sodium comme source de carbone augmente la salinité) ; ceci peut obliger à pratiquer des purges pour empêcher la salinité de dépasser 30 à 50 g/l. Mais l’eau d’appoint (sauf l’eau de pluie) apporte aussi des oligoéléments bénéfiques. Si l’évaporation est notable et si l’eau d’appoint est très calcaire, il y a risque de coprécipitation de phosphate de calcium : surveiller de près la teneur en phosphate du milieu et rajouter du phosphate au besoin.

Dans les bassins ouverts, la pluie est bénéfique tant qu’elle reste modérée (par exemple 10 % du volume du bassin par jour), mais une dilution brusque trop forte du milieu de culture fait tomber les spirulines au fond. En fin de saison des pluies on a intérêt à garder le niveau maximum permis par le bassin (ce qui permettra d’économiser de l’eau en saison sèche). Si la source d’alcalinité n’est pas rare, et/ou si la pluviométrie n’est pas excessive, on peut admettre dans le bassin toute la pluie qui tombe, en veillant à pratiquer à temps des purges de milieu de culture pour empêcher le bassin de déborder ; ces purges se font en récoltant sans recycler le filtrat ou en aspirant le fond pour éliminer des boues, puis en remettant dans le bassin les sels correspondant au volume de milieu de culture éliminé. Ces purges maintiennent la qualité du milieu de culture et lui apportent des oligoéléments contenus à titre d’impuretés dans les sels d’appoint. Si on ne dispose pas de concentré d’Oligoéléments, on peut être amené à pratiquer des purges dans le seul but d’introduire des oligoéléments par l’eau et les sels ! Si les purges sont autorisées.

Un niveau d’eau élevé (30 cm ou même plus) réduit les surchauffes en climat très chaud et est probablement utile pour faciliter l’autoépuration du milieu de culture (voir épuration). Un niveau bas est intéressant pour réduire la dépense en milieu de culture, mais nécessite un fond bien plat (avec un point plus creux pour faciliter la récolte du flottant à la bassine ainsi que la vidange), des purges suffisantes pour maintenir la qualité du milieu et une surveillance accrue du pH, de la température et de la concentration en nutriments pour ne pas dépasser les limites autorisées.

En bassin ouvert, si des purges ne sont pas nécessaires pour maintenir la qualité du milieu et si les bords sont suffisamment hauts, le niveau et l’alcalinité varient en cours d’année : s’arranger pour que le niveau minimum soit suffisant et pour que l’alcalinité reste suffisante ( > 0,05) lors du niveau maximum.

7.6) Fer

La spiruline est un aliment des plus riches en fer. Il faut donc lui en fournir beaucoup, et sous une forme assimilable ce qui n’est pas évident à cause du pH élevé du milieu de culture. Si la spiruline n’est pas assez vert foncé, cela peut être du à un manque d’azote, mais aussi à un manque de fer. Même une spiruline bien verte peut se révéler faible en fer à l’analyse (par exemple 200 ppm). Une concentration en fer insuffisante (par exemple < 0,1 ppm) dans le milieu gêne la coupure des trichomes de spiruline qui deviennent très longs et d’autre part freine la prolifération des bactéries utiles pour nettoyer le milieu.

Parfois, mais rarement, il y a assez de fer dans les sels et/ou l’eau utilisés. Il peut même y avoir trop de fer dans l’eau si elle est ferrugineuse, cas rarement rencontré.

Le moyen classique d’introduire du fer est de préparer une solution de fer à 10 g/l de la manière suivante : dans 1/2 litre d’eau mettre avec 50 g de sulfate de fer heptahydraté + 20 ml d’acide chlorhydrique concentré ou, mieux, 100 g d’acide citrique qualité alimentaire (l’acide citrique est un bon chélatant du fer) ; compléter à un litre. [N.B. La pureté des sulfates de fer vendus pour traiter les gazons est souvent inadéquate : il faut alors filtrer ou décanter la solution ou recourir à du sulfate pur]. L’emploi de 100 ml de solution de fer à 10 g/l par kg de spiruline produite correspond à 1000 ppm de fer. En pratique 50 ml suffisent généralement. On peut aussi faire tremper 50 g de clous rouillés dans un litre de vinaigre additionné du jus de 4 citrons ou caramboles ; conserver en récipient non hermétique (dégagement d’hydrogène), en agitant de temps en temps : on obtient au bout de deux semaines un « sirop de clous » à environ 10 g/l de fer, qui peut être une source de fer « bio ».

Un chélatant comme l’EDTA ou l’acide citrique rend le fer plus assimilable par la spiruline, mais rend également le fer de la spiruline plus assimilable par l’organisme humain (voir Bibliographie : Manoharan). Les jus de citron (contenant de l’acide citrique) et surtout de carambole ont un pouvoir chélatant pour le fer, de même que certains extraits aqueux de terre végétale ou d’argile stérilisés par tyndallisation (portés 10 minutes à 80°C deux fois à 24 heures d’intervalle).

On peut aussi utiliser comme apport de fer des produits commerciaux contenant du fer chélaté, comme le Ferveg, le Fetrilon 13 ou le Ferfol à 13 % de fer, chélaté à l’EDTA. Le Séquestrène 100 SG à 6 % de fer chélaté à l’EDDHA, réputé plus efficace que l’EDTA à pH élevé, a l’inconvénient de fortement colorer en rouge le milieu de culture et nous ne l’utilisons pas. Signalons que le Ferfol était agréé « bio » en France (en 2009) mais ne semble plus l’être..

Le sang serait aussi une source de fer « biologique » réputée très assimilable (à 9 g/l), mais nous ne l’avons pas essayé.

La dose de fer à apporter est un sujet de discussion. Une dose moyenne de 500 ppm paraît convenable. Il est possible, en cas de besoin, d’obtenir des spirulines extrêmement riches en fer (jusqu’à 5000 ppm).

Plus on ajoute le fer régulièrement plus la teneur en fer de la spiruline sera régulière. Si on n’ajoute le fer (chélaté) qu’une fois par mois, par exemple, la teneur en fer de la spiruline juste après l’ajout sera très forte (par exemple 1000 ppm), alors qu’elle sera faible juste avant l’ajout (par exemple 300 ppm).

Le goutte-à-goutte est le mieux évidemment et il semblerait pouvoir remplacer la chélatation (d’après l’expérience de Koudougou, Burkina Faso). Voici une procédure convenable : faire une pré-dilution de la solution de fer (100 ml dans 10 litres d’eau), bien agiter et ajouter lentement (si possible au goutte-à-goutte) dans la culture en l’agitant très bien (cette agitation est essentielle).

Un article de Puyfoulhoux B. et al. (2001) tend à prouver que la biodisponibilité du fer de la spiruline est équivalente à celle de la viande.

7.7) Oligo-éléments

Au lieu de compter sur l’eau d’appoint et les sels pour apporter les oligo-éléments nécessaires à la croissance de la spiruline, il peut être plus sûr et même plus économique de les apporter par une solution concentrée toute prête (de coût très faible rapporté au kilo de spiruline). L’ajout d’oligo-éléments semble un facteur positif pour assurer une bonne récoltabilité et une bonne productivité de manière plus régulière, mais il améliore aussi la qualité nutritionnelle du produit.

L’apport au moins des oligo-éléments majeurs (bore, cuivre, manganèse et surtout zinc) paraît recommandé en cas de faible taux de renouvellement du milieu sur une longue période. Le risque de dépasser la dose maximale permise pour un oligo-élément qui serait déjà présent en quantité notable dans l’eau ou les sels utilisés est faible si la solution d’oligo-éléments est ajoutée au prorata des récoltes, à concurrence par exemple du quart ou de la moitié des besoins théoriques. Il serait plus sûr de n’ajouter que ce qui manque dans le milieu de culture, mais cela obligerait à utiliser des moyens analytiques hors de portée de l’artisan. Il existe différentes formules d’oligo-éléments. La plus citée est celle du milieu Zarrouk (voir Annexe 18) mais elle est inutilement compliquée, tout en étant incomplète…

L’apport de sélénium se fait généralement par le sélénite de sodium, de manipulation délicate car très toxique, que nous préférons éviter (il faudrait pratiquement travailler avec un masque à gaz pour introduire le produit). Certains ont plus de courage.

Faut-il ajouter du cobalt ? C’est un sujet de discussion lié au fait que la vitamine B12 (la cyanocobalamine, qui contient du cobalt) est abondante dans la spiruline, alors que certains réglements limitent l’ingestion de cette vitamine ; la vitamine B12 de la spiruline serait riche en « analogues de B12 » dont il faudrait, selon certains, se méfier. Des éclaircissements scientifiques sur ce sujet sont souhaitables. Jacques Falquet résume très bien l’état actuel des connaissance sur ce sujet important ainsi :

• Une proportion variable (mais forte) de la vitamine B12 présente dans la spiruline est en fait un (ou des) analogue dépourvu d’activité B12 chez l’humain
• Cette proportion varie selon la spiruline analysée ; celle de Hawaï contiendrait 36 % de B12 active
• Les analogues de B12 existent dans de nombreux produits alimentaires et sont naturellement détectables dans le plasma humain
• La vitamine B12 présente dans les comprimés multi-vitamines peut se convertir spontanément en analogues non-assimilables
• La dangerosité réelle des différents analogues de B12 est actuellement inconnue (aucune étude clinique sérieuse)
• La littérature scientifique ne rapporte aucun cas de troubles liés aux analogues de B12 de la spiruline (plus de 30 ans de consommation de spiruline dans les pays industrialisés)
• La population du Kanem (ou la spiruline est consommée traditionnellement) ne semble pas affectée de troubles particuliers (or l’anémie pernicieuse est mortelle et ses symptômes sont « spectaculaires »). »

De toutes façons le cobalt ne semble jamais être déficitaire dans le milieu de culture. La formule « J.P. Jourdan » omet donc cobalt et sélénium.

Il y a un bon consensus sur l’intérêt d’une dose fortement majorée de zinc (la formule « J.P. Jourdan » ne prévoit qu’un faible supplément). Un autre moyen d’introduire du zinc, proposé par J. Falquet, est d’ajouter 20 g de sulfate de zinc heptahydraté aux 50 g de sulfate de fer dans la préparation de solution de fer rapportée au § précédent (classique). Une dose de 500 à 1000 ppm de zinc dans la spiruline serait convenable alors que de forts ajouts de zinc au milieu de culture peuvent poser de sérieux problèmes ; voici l’avis de Jacques Falquet à ce sujet (2009) : « Nos propres essais nous laissent penser que ce n’est pas si facile d’obtenir de telles teneurs en zinc en enrichissant le milieu de culture : non seulement ce zinc précipite (ou en tout cas n’est pas absorbé par la spiruline au delà d’un certain seuil) mais il présente une toxicité certaine pour la spiruline elle-même. En fait, je pense que les spirulines à très hautes teneurs en fer ou en zinc sont obtenues par traitement post-récolte : ça ne doit pas être bien difficile, vu que la biomasse de spiruline se comporte comme une véritable résine échangeuse d’ions. Il suffirait donc de disperser la biomasse récoltée (et lavée à l’eau salée pour baisser le pH) dans une solution d’un sel métallique adéquat et laisser incuber quelques minutes. Après nouvelle filtration, lavage, pressage et séchage on obtiendrait sûrement le produit voulu » Si l’on ne dispose pas d’une source fiable de sels ou oxyde de zinc, on peut essayer d’en fabriquer en attaquant du zinc métal par un acide, mais il y a le danger que le zinc métal contienne trop de plomb.

Il y a un peu de nickel dans la spiruline, mais on ignore si ce métal doit être considéré comme un oligo-élément bénéfique ou s’il est simplement absorbé : il n’a pas été inclus dans la formule « J.P. Jourdan » en raison de risques possibles de toxicité sur l’homme.

Quelle doit être la pureté des sels éventuellement utilisés pour apporter les oligo-éléments ? La qualité « technique » est jugée suffisante, compte-tenu des petites quantités utilisées. Inutile d’avoir recours aux puretés de type « pour analyses ».

Dans les pays où l’accès aux produits chimiques nécessaires est impossible on pourra renoncer à ajouter des oligo-éléments, sauf le zinc qui mérite qu’on fasse beaucoup d’efforts pour s’en procurer.

7.8) Comment augmenter la productivité par apport de carbone

L’aliment principal de la spiruline est le carbone dont la source normale est le gaz carbonique. La méthode de culture la plus simple, où la nourriture carbonée vient de l’air (qui contient du gaz carbonique, mais extrêmement dilué), présente une productivité modeste, mais qui, exprimée en protéines, reste très supérieure à celle des meilleures cultures agricoles ou horticoles, et qui, exprimée en calories alimentaires, leur est équivalente, et ceci sans consommer plus d’eau, ou même nettement moins. L’absorption du CO2 atmosphérique se fait nuit et jour, indépendamment des variations quotidiennes du temps, lequel n’influe donc pas sur la productivité moyenne de ces cultures ; cette dernière n’est pas non plus affectée par une température exagérée la nuit (le pH baisse à cause de la respiration nocturne, mais sans perte de CO2, qui sera utilisé plus tard). Dans ces cultures on maintient le pH vers10,6 ou moins en jouant sur l’ombrage. A noter que chaque année la teneur en CO2 de l’air augmente (elle atteint 400 ppm dans l’hémisphère Nord en 2014), ce qui favorise la spiruline. La productivité obtenue à partir de l’atmosphère plafonne autour de 4-5 g/jr/m² si la surface d’absorption est limitée à la surface de bassin, mais il est possible de l’améliorer en augmentant la surface de contact entre culture et atmosphère, par exemple en faisant des vagues mais surtout en adjoignant au bassin une colonne d’absorption : cette colonne, remplie d’anneaux Raschig ou autres, est arrosée par de la culture à pH disons10,5 et alimentée à sa base par de l’air atmosphérique tandis que la culture sort en bas de colonne à pH par exemple 10,4 et retourne au bassin. Mais il est plus que probable qu’une telle colonne soit plus chère qu’une surface de bassin supplémentaire donnant la même augmentation de production (à étudier cas par cas).

Si l’atmosphère du bassin communique avec une source de CO2 dans l’air, comme un compost en fermentation, une étable, une combustion de gaz propre ou encore une source d’eau gazeuse, le pH du bassin par beau temps sera plus bas et la productivité augmentera sensiblement. Le cas des gaz de combustion est traité quantitativement dans le programme de simulation en Annexe.

Mais il est aussi possible d’augmenter la productivité par beau temps, de la faire passer par exemple à 12 ou 15 g/jour/m², si l’agitation est suffisante, en injectant du gaz carbonique pur directement dans la culture pour baisser son pH à 10. La consommation de CO2 est de l’ordre de 1,9 kg/kg de spiruline (théorie = 1,71). Le gaz est autre façon d’injecter le gaz est de l’introduire dans un venturi à la sortie d’une pompe placée dans le bassin et de faire parcourir à l’émulsion une longueur de tuyau suffisante pour que le gaz soit entièrement absorbé avant retour du liquide au bassin.

Si l’on ne dispose pas de gaz carbonique en cylindres mais d’une fermentation alcoolique à proximité du bassin de spiruline, il est assez facile de capter le gaz carbonique pur produit par la fermentation, mais sa pression sera très faible et il faudra le faire aspirer par l’émulsionneur de gaz.

Un site Internet canadien décrit en détail comment alimenter une serre horticole en CO2 : http://www.omafra.gov.on.ca./french/crops/facts/00-078.htm. On peut faire brûler du propane ou du biogaz dans l’atmosphère de la serre, mais à cause de l’aération le rendement sera moins bon qu’avec le CO2 pur injecté directement dans le liquide.

Au lieu de gaz carbonique on peut utiliser du bicarbonate de sodium, mais alors il faudra pratiquer des purges pour maintenir la salinité à un niveau acceptable (densité voisine de 1015 g/l) et rajouter les éléments du milieu de culture (autres que le bicarbonate de sodium) correspondant au volume purgé. Il faut environ 2 à 6 kg de bicarbonate de sodium par kg de spiruline, selon la productivité souhaitée. Cette méthode est très pratique ; elle évite notamment d’avoir à surveiller le pH. Les purges prévues au § 7.5 (niveau) comptent dans le total des purges à effectuer. On peut simplifier la procédure de purge en incluant dans la nourriture des spirulines les sels perdus dans la purge : il suffit alors de remplacer le volume purgé par le même volume d’eau ; la formule de nourriture fournie par les programmes de calcul en Annexes A27 et A30 est établie sur cette base. La pratique des purges demande des précautions vis-à-vis de l’environnement (voir § 4.5 dans Epuration).

On sait que la productivité est en fonction inverse du pH, toutes choses égales par ailleurs. On sait aussi que la photosynthèse consomme du CO2 et fait monter le pH. On rajoute donc du bicarbonate de sodium pour compenser le CO2 consommé :

2 NaHCO3 = Na2CO3 + CO2 + H2O

Ce faisant on accumule du carbonate et on augmente la salinité du milieu et il vient un moment où il faut purger du milieu en le remplaçant par du milieu neuf, et ensuite on maintient les conditions de salinité et de pH par ces purges.

Notons que ces purges sont au pH qu’on désire maintenir dans le bassin. Par exemple si on veut pH 10, la purge contiendra autant de bicarbonate de sodium que de carbonate. On comprend que plus on veut travailler à un pH bas, plus on consommera de bicarbonate de sodium. Plus la productivité est forte, donc, plus la consommation de bicarbonate de sodium (et la quantité de rejets minéraux) va être élevée.

Illustrons ce fait par un petit calcul pour une marche à pH 10 qui correspond à la productivité maxi (en dessous de 10 on n’améliore plus la productivité), pH où il n’y a pas d’absorption de CO2 atmosphérique (ce qui simplifie considérablement le calcul) :

On sait qu’à ce pH le milieu de culture contient 7 moles de CO2 pour 10 moles de soude sous forme de bicarbonate de sodium + carbonate de sodium. En marche stable il n’y a pas d’accumulation de soude dans le milieu (les purges équilibrant les apports), donc un bilan molaire entrée/sortie autour du bassin donne :

• Entrée : 1 bicarbonate de sodium (= 84 grammes) = 1 CO2 +1 NaOH
• Sortie par la purge : 0,7 CO2 + 1 NaOH
• CO2 sortant avec la spiruline produite : 1 – 0,7 = 0,3 CO2, d’où spiruline produite = 0,3 x 44/1,8 = 7,33 grammes (en effet 1 mole de CO2 pèse 44 g et il faut 1,8 g de CO2/g de spiruline)
• D’où consommation de bicarbonate de sodium : 84/7,33 = 11,5 g/g de spiruline

En utilisant le logiciel de simulation (voir CALCULS), on peut établir la relation entre productivité et consommation de bicarbonate de sodium, et trouver l’optimum économique :

Par exemple le graphique ci-dessous a été établi pour Koudougou avec un prix de bicarbonate de sodium de 0,5 €/kg.
Il montre un net optimum de prix de revient à 3 kg de bicarbonate de sodium/kg, moyennant une limitation de la productivité à 8 g/jr/m² :

Il faut bien voir la souplesse de marche dont on dispose : si le marché réclame plus de spiruline on peut pousser les feux en attendant que de nouveaux bassins soient construits. Inversement s’il y a des surcapacités, on peut baisser ou même supprimer l’apport de bicarbonate de sodium (mais dans ce cas, s’il n’y a pas d’ombrage le pH va s’établir au-dessus de 11 par beau temps, ce que n’apprécie pas vraiment la culture).

Si l’évaporation est notable et si l’eau d’appoint est très calcaire, du carbonate de calcium précipite et se retrouve dans les boues, et cela a pour effet de réduire les purges et de diminuer la consommation de bicarbonate de sodium, moyennant une augmentation de la quantité de boues minérales qui, elles, devront être éliminées ; dans ce cas de figure il y a risque de coprécipitation de phosphate de calcium : surveiller de près la teneur en phosphate dans le milieu et rajouter du phosphate au besoin.

La proximité d’un lac naturel sodique offre une intéressante possibilité : celle d’y envoyer les purges et d’y puiser de quoi les remplacer. En général les lacs sodiques sont à un pH voisin de l’équilibre avec l’air, c’est-à-dire proche de 10. Le pompage d’eau du lac dans la culture à pH 10,5 lui apporte donc du CO2. L’eau du lac doit être filtrée (par exemple sur filtre à sable) avant d’être admise dans la culture, pour ne pas risquer de la contaminer. Si sa composition n’est pas correcte pour la spiruline, il convient de la corriger par les apports nécessaires (en général ce sera de l’urée et du fer) et de la diluer si sa salinité est trop élevée. Les purges recyclées au lac y sont épurées biologiquement par un processus naturel. Le fait de disposer de CO2 pratiquement gratuit permet de faire des apports de carbone importants et de pousser la productivité par beau temps facilement à 12 g/jour /m² (moyennant un pompage dans le lac de l’ordre de 3000 litres par kg de production, pour une salinité de l’ordre de 13 g/l).

Le sucre constitue une autre possibilité d’introduction de nourriture carbonée (voir Jourdan (1996) dans la bibliographie). Sa consommation théorique, en l’absence d’autres sources de carbone, est de 1,11 kg/kg. Le poids de sucre qu’un bassin est capable d’oxyder dans la journée est du même ordre que sa production de spiruline : c’est la dose à ne pas dépasser de toutes façons. Ajouter le sucre le matin, les jours de beau temps seulement, afin de ne pas provoquer d’odeurs de fermentation, un mauvais rendement de transformation du sucre en CO2 et une production de boues flottantes excessives (voir § 7.15 : boues), surtout si le milieu contient d’autres matières organiques. Pour que le sucre puisse fermenter en produisant du CO2, il est souvent nécessaire que le pH soit inférieur à 10,8 (mais j’ai vu au moins une fois le sucre baisser rapidement le pH d’une culture qui avait atteint 11,1). Si les ferments ont été stérilisés par un pH trop élevé, réensemencer la culture avec un « levain » prélevé sur un autre bassin. Commencer à « sucrer » dès que le pH atteint 10,4 ; il faut deux jours pour en voir l’effet ; régler ensuite l’apport de sucre pour maintenir le pH autour de 10,4 ; une dose moyenne de 0,6 kg/kg de spiruline suffit en général, par beau temps. En fait il est recommandé de ne pas dépasser la dose de 6 g de sucre/m²/jour de beau temps (et même de préférence 3) si l’on veut éviter des effets secondaires indésirables comme une turbidité excessive du milieu de culture et des difficultés de récolte pouvant aller jusqu’à l’impossibilité d’essorer la biomasse par pressage, surtout en début de période de sucrage. Ces difficultés peuvent provenir d’un manque d’azote (provoquant une surproduction d’exopolysaccharides) du à la consommation d’azote par les ferments ; en début de sucrage, il est donc bon de majorer l’urée. La teneur en protéines de la spiruline obtenue avec le sucre est rigoureusement identique à celle d’une production au CO2.

Le sucre pur doit pouvoir être remplacé avec profit par de la canne à sucre écrasée, à raison de 7 kg/kg de sucre (laisser tremper la canne une journée ou plus dans le bassin puis la retirer) ou par du jus de canne, mais nous n’avons pas essayé ces méthodes. Ne pas utiliser la mélasse, trop impure ; par contre le miel ou le glucose pur seraient excellents s’ils étaient moins chers. Le sucre peut aussi être apporté par divers produits en contenant comme le petit lait (ne pas dépasser la dose de 4 litres par kg de spiruline, parce que le petit-lait est riche en azote).

Le sucre peut aussi être remplacé par des feuilles de plantes fraîches : des feuilles vertes mises à tremper dans la culture (dans un filet de préférence) subissent une attaque par le milieu basique qui dissout en quelques jours tous leurs éléments sauf la cellulose, ce qui constitue un moyen de nourrir la spiruline en carbone et aussi en éléments minéraux. Les feuilles doivent être d’espèces végétales choisies pour leur non-toxicité et leur facilité de « dissolution » ; choisir de préférences des plantes comestibles mais peu prisées donc bon marché comme l’ortie, l’amarante ou le chénopode. A noter que le sucre et les feuilles à forte dose provoquent une augmentation de la turbidité du milieu, dont il faut tenir compte lors de la mesure de la concentration par le disque de Secchi. Une telle culture est moins « propre » : plus de boues, filtration moins rapide, et risque plus grand de microbes pathogènes devenus résistants aux pH élevés. Si l’on dispose d’une installation de purifcation des filtrats avant recyclage, cet inconvénient devrait disparaître (mais ceci n’a pâs encore été essayé).

Le remplacement du sucre par le glucose permet théoriquement de réduire les inconvénients du sucre. Le glucose est en effet réputé être directement assimilable par la spiruline ou bien il peut être directement oxydé par l’oxygène de photosynthèse : les ferments deviendraient inutiles, d’où une culture plus « propre » et filtrant mieux, et possibilité de travailler à pH > 10,8 si on le désire. La seule fois où nous avons voulu utiliser du glucose commercial pur à la dose de 1 kg/kg il s’est en fait comporté à peu de chose près comme le sucre ; au bout de 15 jours le pH était bien maintenu à 10 mais la turbidité du milieu de culture était montée à Secchi noir = 6 cm (la filtration restant facile). Cette turbidité disparaît quelques jours après la réduction ou la suppression de l’ajout de glucose. Il semble que le glucose renforce la santé de la spiruline. Il permet aussi la culture en hétérotrophie, sans lumière.

Il faut mentionner l’apport non négligeable en CO2 de l’urée, qui est même la source de CO2 la moins chère. Voir au § 6, N.B. c les précautions d’emploi indispensables. Rappelons qu’en cas de nourriture de la spiruline par l’urine, celle-ci apporte du carbone supplémentaire équivalent à 2 g de spiruline/jour/m². Les boues de fond de bassin elles-mêmes sont progressivement oxydées (surtout si on prend la précaution de brosser le fond et les bords du bassin quotidiennement), contribuant ainsi à apporter, ou plutôt à recycler, du CO2. Enfin mentionnons qu’il est parfaitement possible de panacher les différentes sources de carbone.

D’une manière générale il est recommandé de ne pas chercher à maintenir des productivités records, parce qu’elles augmentent la vitesse de salissure du milieu de culture et, semble-t-il, la fréquence des mutations ; à faible productivité le milieu a plus de possibilité de s’autopurifier. Mais les aléas divers et notamment ceux liés à la météo et l’agitation souvent faible font que la productivité moyenne ne dépasse généralement pas 7 g/jour/m² sur une saison de production dans le Midi de la France.

7.9) Exopolysaccharide (EPS)

La spiruline sécrète un exopolysaccharide sulfaté (une espèce d’alginate).
Hypothèse : l’EPS à bas poids moléculaire est peu à peu relâché dans le milieu de culture où il se dissout d’abord puis polymérise progressivement en micelles de plus en plus grosses, puis en peaux ou grumeaux jaune-bruns de taille variable, microscopiques (visibles au microscope après coloration du milieu à l’encre de Chine, l’EPS ne se colorant pas) ou même visibles à l’oeil nu ; quand le milieu se concentre en EPS, sa solubilité diminue et il se forme comme une gaine d’EPS à la surface externe des spirulines. Les grumeaux ou peaux d’EPS peuvent boucher les pores des filtres et ralentir considérablement la filtration ; légèrement plus denses que le milieu de culture, ils peuvent se déposer au fond du bassin sous forme de boues, puis finalement s’en détacher en se chargeant de bulles de gaz de fermentation et flotter. Le tamis de récolte arrête les amas d’EPS suffisamment gros.

La production normale d’EPS à bas pH et sous forte lumière est de l’ordre de 30 % de celle de la spiruline, mais il semble se former encore plus d’EPS à des pH très élevés ; s’il y a carence d’azote, la photosynthèse produit exclusivement de l’EPS (Cornet J.F., 1992). Même en présence de nitrates, la carence en ammonium paraît favoriser la formation d’EPS, si les conditions de luminosité et de température sont insuffisantes pour la réduction des nitrates. En présence d’ammonium la protéinogénèse est ralentie par une température insuffisante, mais moins qu’avec nitrates seuls. La carence en fer semble aussi gêner la protéinogénèse et donc favoriser l’EPS. D’après le rapport Melissa 2004, page 199, une concentration ammoniacal supérieure à 65 ppm avec un éclairement supérieur à 33 W/m² (niveau très faible !) favorise la formation d’EPS et la formation de grumeaux ; de fait chez Cédric Lelièvre en juillet 2005 des grumeaux se formaient dans une culture à 2,5 g de KNO3 + 80 mg d’ammonium, bien ensoleillée. Pour lutter contre l’excès d’EPS et les grumeaux, il faut de l’ammonium, mais pas trop (une dose de 3 à 15 ppm est convenable) et éviter que le pH soit inférieur à 10,2. L’idéal serait d’alimenter en urée (ou ammoniaque) au goutte-à-goutte. Mais on a souvent constaté que l’ajout brutal d’ammoniaque à une culture souffrant d’un excès d’EPS (filtration et/ou pressage difficiles) est un moyen rapide d’améliorer l’état de cette culture. Les quantités d’ammoniaque à 22°Bé (soit 20,5 % de NH3) permises dépendent fortement du pH : 0,25 ml à pH 10 et 0,17 ml/litre à pH égal ou > à 10,3 (pour donner une concentration de 30 ppm de NH3 libre dans un milieu n’en contenant pas au départ).

Pour mieux lutter contre les EPS on a tendance à utiliser un excès d’urée ou d’ammonium, lequel est oxydé en nitrate. Au bout de quelques mois on peut alors mesurer dans le milieu des teneurs de 5 à 10 g de nitrates par litre ! Mieux vaut apporter l’azote par moitié sous forme ammoniacale (urée) et nitrate, sans excès : c’est ce qui se pratique avec succès à la ferme de La Mé en Côte d’Ivoire. Comme le nitrate est plus cher et parfois non disponible, on peut essayer de se contenter de réduire l’excès d’urée.

Il est évident qu’une production forte d’EPS est gênante, non seulement parce que c’est une perte de rendement, mais parce qu’elle salit le milieu de culture et conduit à des difficultés de récolte.

L’EPS est biodégradable plus ou moins rapidement selon les circonstances, ce qui limite la quantité qui se retrouve dans la spiruline récoltée. Une spiruline à 60% de protéines contiendrait 30% d’EPS (Rapport Melissa 1996, page 90).
La biodégradation de l’EPS est favorisée par la pratique du brossage quotidien du fond et des côtés du bassin.

L’ajout d’ions calcium provoquant la précipitation de carbonate de calcium permet une certaine élimination des EPS par floculation.

La présence d’une certaine quantité d’EPS paraît faciliter la récolte. Avec une souche spiralée, l’excès d’EPS entraîne parfois la floculation de spirulines avec formation de peaux ou grumeaux verts flottants. Ces derniers, lors de la récolte sont facilement retenus par le tamis sur lequel ils se rassemblent en agglomérats faisant immédiatement « la boule » : s’il n’y a pas simultanément de boues flottantes, on peut les joindre à la biomasse récoltée en les tamisant à l’aide de l’extrudeuse en remplaçant sa filière par un tamis ; la qualité de la spiruline ainsi récoltée est un peu moins bonne que la normale (une analyse faite en juin 1999 sur le produit séché a donné 52 % de protéines et un peu trop de microorganismes aérobies). On pourrait craindre que la formation de grumeaux augmente le % de droites : l’expérience, lors d’une énorme production de grumeaux (octobre 1999) nous a montré que non. L’augmentation du pH et de la température, l’ajout de fer (s’il y a carence) et surtout l’ajout d’urée ou d’ammoniaque combattent efficacement ces peaux et grumeaux ; suivre la règle : « forcer l’urée s’il y a des grumeaux verts ou des peaux flottantes, baisser l’urée s’il y a odeur d’ammoniac ». Une brusque dilution et/ou une brusque diminution du pH peuvent aussi provoquer la floculation des spirulines spiralées en grumeaux verts flottants.

Un excès d’EPS conduit à des spirulines collantes aptes à boucher les pores des filtres, et à une impossibilité d’essorer la biomasse par pressage, alors qu’un défaut d’EPS semble conduire à une biomasse facilement essorable.

Les peaux d’EPS peuvent être confondues avec des amas d’algues étrangères comme la microcystis très toxiques, d’où nécessité de faire des tests de toxicité en cas de doute, bien que nous n’ayons jamais vu de cas de toxicité avérée.

Des publications semblent montrer que les polysaccharides (endo et/ou exo) de la spiruline ont des propriétés thérapeutiques intéressantes : en attente de confirmation.

7.10) Anomalies

En cas de faible croissance alors que tout est bien par ailleurs, il est bon de vérifier la teneur en phosphate du filtrat et, si elle est faible, de rajouter du phosphate ; et si on n’a pas de test phosphate on peut tenter de rajouter du phosphate pour ranimer la croissance. Ceci s’applique essentiellement si l’eau utilisée est très calcaire, car le phosphate de calcium a tendance à précipiter.

Si une culture vire au brun-jaune kaki sans que la photosynthèse s’arrête, il y a certainement un manque d’azote. L’excès de lumière, surtout à froid ou en l’absence d’agitation, ou encore à trop faible concentration en spiruline, ou le maintien d’un pH > 11,3 sur une période longue produisent une décoloration, puis la destruction progressive de la spiruline. Si trop de spirulines ont été cassées, ou détruites, le milieu de culture devient sale (trouble, moussant jaune, ou un peu visqueux, ou « blanc » comme du lait dilué, ou au contraire brun, ou malodorant), fermente (dégagement de bulles même la nuit) et/ou la filtration et/ou le pressage lors des récoltes deviennent difficiles, voire impossibles. En général la culture peut guérir d’elle-même en une à trois semaines, de préférence au « repos » dans des conditions de lumière et de température douces, à condition qu’elle ne soit pas carencée (en azote et en fer notamment). La pratique des purges du milieu peut aider à la récupération de la culture ; un réensemencement est particulièrement efficace. Si le redémarrage ne se fait pas, le milieu est probablement devenu toxique pour les spirulines : vidanger. Une vidange totale de temps en temps est un moyen puissant, mais coûteux, pour éviter des anomalies de culture.

Si la culture contient beaucoup de spirulines cassées en petits fragments, cela peut être du à un excès de lumière (surtout matinale) ou à une agitation trop brutale, ou encore à un manque de potassium. Des spirulines anormalement longues peuvent être signe d’un manque de fer, à moins qu’il s’agisse d’une culture en croissance très faible.

Les spirulines de certaines souches (spiralées par exemple) flottent habituellement fortement à la surface du milieu de culture, tandis que d’autres (ondulées, droites) restent plus volontiers dans la masse de la culture (mais flottent quand même normalement). Si les spirulines tombent au fond du bassin, c’est souvent le signe qu’elles sont sous-alimentées en azote ou en fer ; un changement brusque de pH ou de salinité peut aussi faire tomber les spirulines au fond, par exemple une grande pluie qui double le volume d’eau. Une température très basse a le même effet. Les spirulines au fond du bassin sont en grand danger de mourir et de se transformer en boues organiques brunes : pour augmenter leurs chances de survie il faut les remettre en suspension le plus fréquemment possible. De même la partie supérieure de la couche flottante est en danger de mort par photolyse (brunissement ou blanchiment) en cas d’ensoleillement trop fort et trop prolongé sans agitation suffisante.

Les spirulines spiralées ont assez souvent tendance à s’agglomérer en grumeaux verts lorsque la production d’EPS est abondante ; ces grumeaux flottent s’ils sont très riches en spirulines, contrairement aux boues brunes d’EPS. Mais si la proportion de spirulines dans les grumeaux est faible par rapport à l’EPS (grumeaux de couleur tirant vers le brun), ils ne flottent plus et peuvent rester entre deux eaux et gêner la récolte en colmatant rapidement le tamis.

Il peut arriver que la spiruline elle-même (y compris de type ondulé) flocule en mini-grumeaux verts (comportant peu d’EPS) sous l’effet de particules minérales très fines comme du carbonate de calcium en cours de précipitation ou bien d’un excès de certains ions. Une dilution du milieu peut alors s’avérer bénéfique.

Pour contrer la tendance aux grumeaux il est prudent aussi d’agiter le bassin 2 ou 3 fois en cours de nuit.

Des boues remontent à la surface, et flottent passagèrement en période de photosynthèse active, surtout quand on agite le fond, mais normalement elles retombent au fond avant le lendemain matin. On peut les éliminer par tamisage (épuisette ou filet). La flottation nocturne de ces boues est due à la fermentation anaérobie d’une couche de boues trop épaisse et manquant d’oxygène (hypoxie, anoxie), situation qui demande plusieurs jours pour se guérir (agiter plus fréquemment les boues, et/ou en enlever la majorité). Le remède recommandé est de transférer le bassin dans un autre et de le nettoyer. Les boues sont un mélange de minéraux insolubles (carbonates et/ou phosphates), de produits de décomposition de spirulines mortes (contenant de la chlorophylle A et surtout des caroténoïdes qui donnent aux boues une couleur brune caractéristique), d’EPS et de microorganismes biodégradeurs ; on y trouve aussi des filaments apparemment incolores, de diamètre beaucoup plus petit que les spirulines (évalué à 2,5 microns), mais de longueur généralement supérieure. Une observation sous fort grossissement avec un microscope à contraste de phase permet de distinguer des cellules dans ces filaments, qui apparaissent verts ; il s’agit d’une cyanobactérie du genre Phormidium, potentiellement toxique bien qu’on n’ait jamais détecté de toxicité sur des échantillons contenant ces filaments avec le test aux artémias. L’apparition de ces filaments « incolores » se fait très vite dans les agglomérats contenant des résidus de spiruline morte, et ceci même en eau douce : si on met de la spiruline dans de l’eau douce, elle ne survit pas longtemps et se décompose en boues brunes constituées de « pelotes » de ces filaments incolores très serrés.

Signalons que l’agitation des boues peut provoquer une remontée de boues contenant des spirulines captives et beaucoup de Phormidium. La flottation peut être due aux spirulines captives ou à des bulles également captives, de sorte que ces boues retombent difficilement au fond du bassin.

La couleur des boues des bassins tire parfois sur le rose, mais elle est en général brune, couleur carotène.

On trouve aussi fréquemment dans les boues des cristaux en aiguille, souvent rassemblés en faisceaux : il s’agit de phosphate mixte d’ammonium et de magnésium, soluble en milieu acide ; il arrive que ces cristaux soient entraînés dans la couche flottante de spiruline et récoltés avec elle, mais ils se redissoudront sous l’effet de l’acidité stomacale. Pour empêcher la formation de ces cristaux, il faut éviter des doses trop fortes de phosphate, magnésium et/ou ammonium.

Une mauvaise odeur correspond généralement à un mauvais état ou à une mauvaise récolte insuffisante, ou à une fermentation anaérobie ou encore à une addition excessive d’urée, de sucre ou d’urine. Une odeur modérée d’ammoniac, correspondant à 20-30 ppm d’ammoniac dans le milieu, n’est pas grave mais alerte sur un danger imminent possible. L’usage de sucre comme apport de carbone provoque parfois des odeurs de ferments ou de levures pas réellement désagréables. Une culture de spiruline en bonne santé et à température idéale dégage parfois une odeur aromatique caractéristique et agréable, tirant sur le géranium ou la rose.

7.11) Contamination par petits animaux

Sauf protection complète du bassin, il est inévitable que des insectes ou parfois de petits animaux (serpents, lézards, grenouilles, souris, escargots), des feuilles et autres débris végétaux tombent dans le bassin. On peut les enlever avec un filet, mais si on les laisse, ce qui n’est pas recommandé, ils finiront par être « digérés » par le milieu de culture et servir de nourriture à la spiruline.

Par contre certains vers et insectes sont capables de vivre dans le milieu de culture en parasites. C’est le cas des larves de la mouche Ephydra (petite mouche brune qui marche sur l’eau), des larves de moustiques, du zooplancton (rotifères, spécialement brachyonus, cyanophages et amibes capables de manger les spirulines), qui s’installent et vivent un certain temps dans le bassin : pour hâter leur disparition on peut momentanément le pH jusqu’à pH 12 puis maintenir ce pH pendant une nuit, en ré-acidifiant le matin à pH 10 ; mais ce choc de pH tue aussi une partie des spirulines : la culture doit ensuite être mise en convalescence (ombrée). Ce choc de pH n’est guère efficace sur les amibes. Mais parfois il suffit d’une brusque augmentation de la salinité de 3 g/l pour faire disparaître les envahisseurs (spécialement les larves). On peut aussi monter la température à 40°C (avec pointes à 44°C). L’addition d’une forte dose d’ammoniac, par exemple 100 ppm, tue larves et amibes mais aussi une partie des spirulines… Finalement la meilleure façon de supprimer les larves est de les éliminer physiquement en les récoltant à l’aide d’une nasse de maille 300 µ placée en travers du courant de culture.

La disparition des amibes se fait généralement de manière naturelle en quelques jours de beau temps par bonne température et croissance rapide de la spiruline ; le maintien d’une concentration en spiruline pas trop élevée et d’une bonne agitation favorise la disparition des amibes. En fait les amibes ne semblent cohabiter avec les spirulines que lorsque ces dernières sont affaiblies ou en croissance faible ou nulle. Par exemple dans un échantillon d’une culture en bon état, on peut voir apparaître des amibes au bout de 24 heures de stockage en laboratoire.

De même les rotifères ne peuvent en principe pas envahir une culture en bonne santé.

En cas d’infestation par des larves ou des rotifères, la récolte reste possible car ils sont arrêtés par le tamis (ajuster au besoin la maille du tamis : pour les brachyonus il faut une maille de 120 µ) ; on peut essayer d’éliminer au maximum les larves et nymphes au tamis, ou de placer le bassin sous serre étanche ou moustiquaire. L’infestation par des larves dépend du lieu, du climat. Elle peut n’être que transitoire. Certaines années, elle ne se produit pas. Sous serre, le risque d’infestation est réduit ou annulé (les orifices d’aération et les portes de la serre doivent être munies de moustiquaires pour cela). Nous n’avons jamais eu de rotifères à Mialet, mais nos collègues indiens en ont eu assez souvent. A noter que les rotifères ne sont pas toxiques et ne mangent pas la spiruline spiralée en bonne santé, mais par contre se développent rapidement en cas de mauvaise santé de la spiruline et finissent par envahir la culture en lui donnant une coloration rougeâtre. Les rotifères sont très souvent présents dans les cultures à ciel ouvert, en petit nombre, et contribuent à éliminer les chlorelles et aussi les spirulines droites.

Ripley Fox explique que les amibes éventuellement présentes dans une culture ont une probabilité quasi nulle d’être toxiques. Par précaution, cependant, il est recommandé de ne pas consommer fraîche la biomasse provenant d’une culture contenant des amibes. Lors du séchage à 65°C elles sont tuées de toutes façons.

N.B. :
1) les moustiques mâles issus des bassins de spirulines seraient stérilisés par le haut pH de la culture (selon une étude indienne) et les bassins constitueraient alors un moyen de lutte biologique contre les moustiques ; cette information est cependant mise en doute par le fait que des moustiques proliféraient dans le lac Nakuru avant l’introduction de tilapias justement pour les combattre, alors que ce lac était plein de spirulines mais cohabitant sans doute avec d’autres algues…
2) le zooplancton et les larves que nous avons vu cohabiter avec la spiruline n’étaient pas toxiques pour l’homme.
3) les larves de moustique et les rotifères mangent les spirulines droites, mais pas les spiralées type Lonar.

7.12) Contaminations par des droites ou des algues étrangères

A) Droites

Des « spirulines droites » apparaissent fréquemment dans les cultures. Elles ressemblent aux cyanobactéries Oscillatoria, dont il existe des variétés toxiques (voir alinéa B suivant), mais nous avons vérifié que les « droites » que nous avons eues jusqu’ici sont bien des spirulines (Arthrospira), d’ailleurs de composition normale, non seulement en utilisant des critères dimensionnels et morphologiques, nuance de couleur, etc., et en vérifiant leur teneur en acide gamma-linolénique (très nettement supérieure à celle des Oscillatoria) et leur teneur en acide alpha-linolénique (très présent chez le majorité des cyanobactéries et absent chez Arthrospira), mais aussi d’après une étude des « empreintes génétiques » par l’Université de Genève (voir Bibliographie : Manen téléchargeable à partir de ce lien : http://ijs.sgmjournals.org/cgi/reprint/52/3/861.

Les spirulines droites flottant généralement moins, ou moins vite, que les spiralées, on peut essayer de contrer leur prolifération en ne récoltant pas la couche flottante mais en récoltant la culture homogène et en gérant la culture pour réduire le taux de croissance des droites. Une bonne agitation évite la photolyse des spiralées, les plus flottantes donc les plus exposées au soleil, donc elle permet de réduire la prolifération des droites. Lorsqu’il y a peu de droites, la couche flottante peut les contenir toutes et on peut donc la récolter ; mais au-delà d’un certain % de droites, ce n’est plus le cas. En cas d’infestation avancée, on peut essayer une réduction de l’agitation et un réensemencement massif en spiralées flottantes.

En 2011 on a constaté dans une souche Paracas XXL la présence de droites flottantes…

Les spiralées ayant une tendance marquée à s’agglomérer en grumeaux dans certaines conditions (bas pH, basse température, absence d’ammonium), on pouvait craindre que la formation de grumeaux augmente le % de droites : l’expérience nous a montré, lors d’une énorme production de grumeaux en octobre 1999, que ce n’était pas le cas.

Les droites sont génétiquement de vraies spirulines mais elles ont des inconvénients dont, souvent, une difficulté notoire à se récolter. Le problème n’est pas d’aujourd’hui puisqu’il y a près de 40 ans Félix Busson bataillait déjà avec lui :

Les « Petites Nouvelles de la Spiruline » de novembre 2002 disaient :

« Les spirulines droites vaincues ?
Un mèl de Jean-Denis N’Gobo, de Bangui, du 4/11/02 donne une très bonne nouvelle : « ça y est, nous n’avons plus que des spiralées dans nos 3 bassins »
Un téléphone de Pierre Ancel le 8/11/02 nous annonce qu’à Koudougou (Burkina Faso) les spirulines de souche spiralées type Lonar sont aussi 100 % spiralées maintenant.
On sait qu’à Maduraï (Inde) les droites ont disparu depuis 2001 et à Mialet depuis 2000.

Mais il y a encore des sites souffrant des droites, et on cherche toujours les remèdes qui permettront le contrôle des droites à coup sûr… »

Toutes les droites ne sont pas gênantes : il y a les « longues » qui ne gênent guère la récolte et il y a les « endémiques », non virulentes, qui cohabitent avec les Paracas sans les envahir. Celles que nous redoutons par dessus tout sont les courtes virulentes, c’est-à-dire dont la vitesse de croissance est nettement supérieure à celle des spiralées. Un petit logiciel (DRIMPR) permet de simuler la façon dont ces droites peuvent brusquement « exploser » en quelques semaines ; dans l’exemple ci-dessous on part d’une culture contenant 1 droite pour 10.000 spiralées au temps zéro :

Données :
1) Profondeur de bassin, cm = 10
2) % initial de droites = .01 (1/10.000)
3) Débit d’injection de spiralées, g/m²/jour = 0
4) % de droites dans l’injection de spiralées = 0
5) (% de droites dans récolte)/(% dans culture), fraction = 1
6) Taux de mutation des spiralées, fraction/jour = 0
7) Taux de respiralation des droites, fraction/jour = 0
8) Concentration, g/l = .3
9) Productivité des spiralées, g/j/m² = 8
10) Productivité des droites, g/j/m² = 10

RESULTATS :

La seule vraie parade connue est une prophylaxie rigoureuse : vider et stériliser le bassin infesté et redémarrer avec une souche garantie sans droite comme celles provenant de l’Institut Pasteur ou de chez Jacques Falquet à Genève où il fournissait des souches. Mais ça ne garantit pas la réapparition des droites.

On peut se demander pourquoi dans la nature on ne trouve-t-on généralement pas de droites (en fait il y en a un peu) ? Une explication possible : les droites ne flottant pas, ou moins, elles tombent au fond du lac et meurent par manque d’oxygène et de lumière. Autre explication possible : les larves d’insectes ou les rotifères mangent préférentiellement les droites. Dans des cultures à Koudougou (Burkina Faso) et à Pahou (Bénin), entre autres lieux, on a constaté une disparition des droites en même temps qu’une prolifération de larves, et à Maduraï (Inde) en même temps qu’une prolifération de rotifères.

Si cette hypothèse est vraie, ce serait un argument pour ne pas mettre les bassins sous serre, puisque sous serre il n’y a pas, ou moins, de larves. Mais ar ailleurs les serres ne favorisent pas les droites puisque de nombreux bassins sous serre fonctionnent d’année en année sans être envahis par les droites (même s’il y a, bien sûr, aussi des bassins sous serre pleins de droites). Une agitation trop faible expose plus les spiralées, à cause de leur flottation forte, à la photolyse donc favorise indirectement les droites : dit autrement, les droites se contentent d’une plus faible agitation que les spiralées ; mais une agitation très efficace n’empêchera pas les droites virulentes de dominer, si elles sont présentes dans la culture.

Concernant les éventuels « avantages » des droites : c’est vrai que certaines ont le potentiel de pousser plus vite que les spiralées, mais cela ne se traduit pas forcément par une productivité accrue : la productivité est logiquement la même lorsque le carbone est le facteur limitant dans l’alimentation (apport de carbone par l’air atmosphérique seulement). Par contre des droites virulentes, c’est-à-dire capables comme dans l’exemple ci-dessus d’envahir complètement une culture, permettent une production plus importante, voire très importante, si on les alimente en carbone artificiel (CO2, bicarbonate de sodium) … à condition de pouvoir les filtrer et les essorer ce qui n’est nullement assuré, nous en avons fait la triste expérience.

Ceci est l’occasion de rappeler la mésaventure que nous avons vécue à la Société Imade (Motril, Espagne), qui avait laborieusement sélectionné une souche de spiruline (droite courte) particulièrement virulente, laquelle a reçu le nom de M1 et une large publicité dans la presse locale ; elle poussait si vite que les larves, pourtant extrêmement abondantes, ne pouvaient les consommer toutes, de sorte que la concentration en spiruline était fort élevée. Cette souche s’est avérée inrécoltable et inessorable par nos méthodes, et a du être abandonnée …. Ceux d’entre nous qui ont connu cette triste affaire espèraient que la disparition de la M1 soit totale et sont restés marqués par la phobie des droites. Auraient-ils tort ? Il ne faut pas être sectaire : qui sait si une technologie un peu « high tech » ne permettra pas un jour de récolter et d’essorer correctement des « M1 » ? La récolteuse mécanique à tambour rotatif de Robert Nogier (Saint Paulet de Caisson, Gard) est un pas dans la bonne direction, quoiqu’encore insuffisant. Des filtres vibrants, tant pour la récolte que pour l’essorage (sous vide), sont sans doute une solution.

[Un producteur espagnol continuerait à utiliser cette souche M1, en se donnant sûrement beaucoup de mal].

Préserver des conditions faciles de récolte avec les petits moyens artisanaux habituels nous paraît préférable. D’autre part la biomasse de droites est souvent trop difficile ou impossible à essorer par simple pressage et doit alors être lavée et égouttée avant séchage, et ce séchage doit souvent être fait que par la méthode « indienne » décrite au chapitre séchage (étalement en couche mince sur film plastique). On facilite la filtration et le pressage des droites en les mélangeant à 20 % de spiralées ou de Paracas ; Philippe Calamand a eu récolté des droites en faisant une précouche de Paracas sur son filtre avant de filtrer les droites.

Il nous faut relater ici une expérience vécue au cours d’une opération d’élimination de chlorelles : la biomasse récoltée du bassin contaminé (à pH > 10) a été lavée avec du milieu neuf (à pH 8,2) et réensemencée immédiatement dans ce milieu, mais le choc de pH a été trop fort et la nouvelle culture est morte un jour après. Cependant quelques filaments ont survécu à ce traitement de choc et la culture est repartie, mais, et cela est intéressant à noter, absolument sans droite. La culture de départ était une Paracas contenant 0,5 % de droites (non virulentes) apparemment plus sensibles au choc de pH.

Dans cette vieille affaire des droites, il faut rester très humbles et reconnaître que notre ignorance est encore grande !

Il faut signaler deux inconvénients supplémentaires des droites :

– leur biomasse fraîche est difficile à consommer car elle se présente comme une masse un peu visqueuse et filandreuse au lieu du beau « fromage » facile à couper et tartiner normal.

– il faut contrôler que les droites sont bien des Arthrospira et non des cyanobactéries étrangères comme des Oscillatoria potentiellement toxiques.

B) Etrangères

Tant que la spiruline est en croissance active, tant qu’elle est bien nourrie, agitée et à pH > 9,5, d’un beau vert foncé et que le milieu est régulièrement purgé ou épuré, aucune espèce de micro-algue concurrente ne réussit habituellement à envahir le bassin. Cependant une cyanobactérie filamenteuse droite est pratiquement endémique dans les bassins de spiruline ; il s’agit probablement d’un Phormidium dont le diamètre est inférieur à celui des Arthrospira. Cet organisme ne montre pas de toxicité au test artémias, vit généralement en conglomérats ou en mats non flottants. Son lieu de prédilection est les boues au fond des bassins, mais il recherche la lumière et colonise volontiers les pales des roues à aubes et les bords des bassins à la limite air/eau (ou les parois des aquariums). Il consomme évidemment des intrants.

L’apparition de chlorelles (algues vertes monocellulaires comestibles) en fin d’hiver en zone tempérée est assez fréquente, et peut ne pas se voir au début. Il est prudent de faire examiner (une ou deux fois par an par exemple) un échantillon de culture dans un laboratoire équipé d’un bon microscope binoculaire à contraste de phase, et entraîné à reconnaître ce qui n’est pas de l’Arthrospira : il peut s’agir de simples chlorelles ou d’Oocystis (grosses chlorelles), mais aussi de cyanobactéries toxiques comme Oscillatoria agardhii (ressemble à une spiruline droite mais de longueur de cellules double), Oscillatoria rubescens ou Oscillatoria nigri-viridis (ressemblent à des spirulines droites mais de diamètre et longueur de cellules nettement plus grands et de couleur différente), Anabaena flos-aquae (ressemble à une spiruline droite mais avec des indentations au niveau des parois entre cellules), Anabaenopsis arnoldii (ressemble à une spiruline spiralée mais avec des hétérocystes, renflements lui permettant de fixer l’azote) ou Microcystis aeruginosa (voir Annexe A 22 pour comparer les spirulines à ces algues). Oscillatoria grunowiana articulata tenius, non toxique et trop petit pour rester dans la biomasse pressée se voit au microscope ordinaire, éventuellement après avoir teinté l’échantillon à l’encre de Chine. Si l’algue contaminante est eucaryotique (cellules à noyau bien distinct), il s’agit d’une algue verte ou brune, lesquelles ne sont très généralement pas toxiques. Un œil exercé peut distinguer facilement les principales Oscillatoria toxiques des spirulines droites.

Un test biologique de toxicité, simple, a été proposé par R. Fox : si de jeunes larves d’artémias ne meurent après plus de 6 heures au contact d’un extrait de culture de cyanobactérie, celle-ci ne serait pas toxique. Pour avoir des larves (nauplies en termes scientifiques) d’artémias il suffit de tremper deux jours leurs œufs (qui en termes scientifiques s’appellent des cystes, et qui se vendent dans les magasins d’aquariophilie et se conservent au réfrigérateur) dans l’eau salée à 30 g/l à température ordinaire. On met de l’ordre de 10 à 30 % de culture de spiruline à tester dans la culture de larves d’artémias, dans un récipient transparent mince par exemple un « mini-aquarium » fabriqué avec deux lames de microscopes. Il faut préalablement lyser (casser la membrane) des micro-algues à tester car les toxines éventuelles sont surtout à l’intérieur (R.Fox a vérifié que les toxines d’une Oscillatoria toxique sortaient suffisamment même sans casser la membrane, mais pour plus de sécurité il vaut mieux la casser). Pour casser les membranes le moyen normal est la sonication aux ultra-sons, mais sinon on peut faire bouillir une à deux minutes une suspension de la micro-algue ou congeler/décongeler plusieurs fois la spiruline fraîche). Récemment on a trouvé dans le commerce des mini-aquariums de 10 cm x15 cm pour lesquels a été rédigé le petit descriptif suivant :

Il existe un fournisseur de mini-aquarium pour faire les tests de toxicité aux artémias, en verre collé au silicone de dimensions 15 x10 cm. L’écartement entre lames est de deux millimètres (on peut au besoin le poser horizontalement sans que l’eau s’écoule). Le prix est de 5 € l’unité (sans le support) mais le fournisseur ne se charge pas de l’expédition.

Essai de guide de  »Bonnes Pratiques » pour effectuer un test de toxicité aux artémias :

– Faire éclore des cystes (œufs) d’artémias dans de l’eau salée à 30 g/litre, à température ordinaire et à l’abri du soleil ; il faut environ 3 jours d’incubation (plus rapide à 25 °C qu’à 20°C). Certains cystes sont lents à éclore ou n’éclosent pas ; notez que les cystes en cours d’éclosion flottent et que les individus morts ne flottent plus. [Il existe dans le commerce des éclosoirs aérés comme le kit  »Artemio » de JBL].

– Préparer un extrait des cyanobactéries à tester, en faisant bouillir l’échantillon dans de l’eau, pendant 1-3 minutes (mais de préférence en soniquant aux ultrasons l’échantillon en suspension dans de l’eau), puis filtrer sur filtre à café ou centrifuger et laisser refroidir. Garder au frais l’extrait en attendant de s’en servir.

– Remplir un mini-aquarium au quart avec l’extrait refroidi. Il importe que le mini-aquarium soit bien nettoyé avant usage.

– Ajouter de la culture d’artémias jusqu’à avoir environ une vingtaine d’individus vivants (utiliser un compte-gouttes ou une pipette à bout fin). Des cystes en cours d’éclosion se mêlent souvent aux larves libres : ce qui explique que le nombre de larves augmente parfois au début de l’expérience.

– Remplir de la même façon un autre mini-aquarium mais sans bouillon, qui servira de blanc (car il peut y avoir une certaine mortalité même sans toxines, surtout si l’aération est insuffisante)

– Suivre le nombre d’artémias vivants en fonction du temps, sur un ou deux jours. Comme les artémias vivants se déplacent rapidement le comptage est un peu difficile et approximatif, mais c’est la tendance moyenne qui importe. Les conditions d’éclairage du mini-aquarium sont importantes pour faciliter la lecture.

Même avec cet essai de perfectionnement le test aux artémias n’est ni quantitatif, ni garanti.

La présence d’acide alpha-linolénique dans un échantillon de spiruline indique une contamination : analyse fort utile, mais insuffisante. Il faut quand même de temps à autre faire doser les toxines. Plusieurs laboratoires sont maintenant équipés pour cela en France, à des prix abordables. Mais une bonne observation microscopique peut montrer qu’une analyse n’est pas nécessaire.

En cas d’infestation par la chlorelle, micro-algue verte unicellulaire non toxique (par exemple suite à utilisation d’eau brute non filtrée, et/ou à des récoltes trop fortes, ou pendant l’hivernage du bassin), il est nécessaire de s’en débarrasser, sinon elles prendront rapidement le dessus si les spirulines continuent à être récoltées, puis les récoltes s’annuleront. Pour s’en débarrasser, on peut théoriquement essayer de jouer sur le fait que les chlorelles décantent au fond où, privées de lumière, elles mourront : mais cette méthode reste délicate d’application car l’agitation générale du bassin doit être stoppée et remplacée par une agitation très modérée, en surface, mais suffisante pour que les spirulines elles-mêmes ne meurent pas par asphyxie ou photoxydation (l’ombrage est nécessaire) ; mais les chlorelles, à cause de leur petite taille, ont tendance à se remettre en suspension à la moindre agitation, rendant cette méthode inapplicable dans la pratique. Par contre on peut facilement jouer sur le fait que la chlorelle étant très petite passe à travers le filtre : il est donc possible de récupérer la spiruline en la récoltant et en lavant la biomasse avec une solution isotonique (par exemple du milieu neuf), puis de réensemencer après nettoyage soigné du bassin ; cette méthode s’est avérée convenable si elle est pratiquée avec soin, comme ce fut le cas chez Cédric Lelièvre en 2005 et chez Etienne Boileau en 2006, mais il faut veiller à ne pas exposer les spirulines à un trop grand choc de pH en la pratiquant (une différence de pH de 2 peut être mortelle, voir alinéa suivant). L’élimination des chlorelles du filtrat peut, théoriquement, se faire par plusieurs moyens : refiltration à travers un filtre plus fin (filtre à sable par exemple), stérilisation par les U.V. ou les ultra-sons. A noter qu’un essai de destruction de chlorelles à pH 13,5 à 21°C (ajout de 8 g de soude par litre) s’est révélé négatif à court terme mais évidemment positif au bout de quelques jours, et de même un essai à pH 12.

Il faut relater ici une expérience vécue au cours d’une opération d’élimination de chlorelles : la biomasse récoltée du bassin contaminée (à pH > 10) a été lavée avec du milieu neuf (à pH 8,2) et réensemencée immédiatement dans ce milieu, mais le choc de pH a été trop fort et la nouvelle culture est morte un jour après. Cependant quelques filaments ont survécu à ce traitement de choc et la culture est repartie, mais, et cela est intéressant à noter, absolument sans droite. La culture de départ était une Paracas contenant 0,5 % de droites (non virulentes). Les droites seraient donc plus sensibles au choc de pH, du moins ce type de droites-là.

En avril 2007 une autre méthode d’élimination des chlorelles a été expérimentée avec succès dans le bassin d’Etienne Boileau à Montpellier : on a laissé monter la concentration des spirulines sous agitation réduite jusque vers 0,8 g/l et ce jusqu’à étouffement des chlorelles qui ont fini par disparaître en quelques jours.

Des traitements répétés à 17 ppm d’ammoniac empêcheraient la prolifération des chlorelles dans une culture de spiruline d’après Vonshak (voir Bibliographie Vonshak 1997, page 91) ; la même référence indique d’autres moyens pour prévenir, dans la plupart des cas, la contamination par les chlorelles : travailler à une alcalinité élevée (0,2), avec un milieu limpide et une haute température. Ces mesures n’ont eu aucun effet chez Cédric Lelièvre, mais par contre la filtration fine de son eau d’alimentation (eau de surface) a été positive pour prévenir la réapparition des chlorelles.

Enfin les rotifères sont capables d’empêcher l’invasion d’une culture de spiruline par les chlorelles (voir article de Mitchell et Richmond ci-dessous de 1986) :

The use of rotifers for the maintenance of monoalgal mass cultures of Spirulina
S. A. Mitchell ¹, A. Richmond ^2
1Botany Department, UOFS, P.O. Box 339, Bloemfontein 9300, South Africa
²Microalgal Biotechnology Laboratory, The Institute for Desert Research, Ben Gurion University, Sede Boqer 84990, Israel

ABSTRACT

Zooplankton was successfully used for the biological control of unicellular algal contaminants in Spirulina mass cultures even under conditions adverse to the growth of Spirulina (maximal winter daily temperature of approximately 10°C and very low bicarbonate concentration). Brachionus plicatilis (Rotifera) was the most successful species of zooplankton used. The interrelationships between Spirulina, green unicellular contaminant, and B. Plicatilis were studied under various conditions. Two species of unicellular contaminant were used; Monoraphidium minutum was isolated from local cultures and Chlorella vulgaris, obtained from contaminated Spirulina cultures in Israel. The rotifer B. Plicatilis successfully controlled the population size of both contaminants whether they were introduced in a single addition or as a daily dose. The biological control of the unicellular contaminants allows Spirulina to be cultured in a medium low in bicarbonate, thereby reducing the cost of the medium and increasing the quantity of CO₂ that may be freely absorbed from the atmosphere at the optimal pH for Spirulina cultivation.

La présence de naviculas, diatomées (algues monocellulaires contenant de la silice brunes en forme de navette), est assez fréquente dans les cultures de spiruline contenant suffisamment d’ions silicate : l’addition de 50 à 100 ppm de chlorure de calcium la combat efficacement en réduisant la concentration en silicate soluble, car le silicate de calcium est insoluble.

Il paraît prudent de faire une vidange totale ou une stérilisation des bassins de temps en temps (par exemple tous les 2 ans), et de redémarrer la culture à partir d’une souche de qualité garantie (monoclonale) pour éviter les risques d’une éventuelle « dérive » génétique de la souche cultivée. Cependant cette recommandation reste un peu théorique, et probablement inutile : la grande similitude génétique des Arthrospira laisse penser que l’on peut se fier à de simple critères « techniques » (filtrabilité, résistance, aspect, etc) pour estimer s’il y a lieu de renouveler la souche [avis transmis par Jacques Falquet, Antenna Technologies le 25/02/2003].

7.13) Contamination par micro-organismes

Dans le milieu de culture, au pH élevé (> 9,5) où l’on travaille, la majorité des microbes dangereux pour l’homme sont normalement inactivés en deux jours. Attention aux cultures à pH < 9,5 (cultures jeunes à base de bicarbonate de sodium, ou trop forte injection de CO2), qui risquent de ne pas bénéficier de cet effet protecteur.

Il a été signalé le risque que certains microbes pathogènes introduits dans des cultures de spiruline (sans doute par suite d’une mauvaise observation des règles d’hygiène) deviennent résistants aux pH élevés, ce risque pouvant être augmenté si le sucre est utilisé comme apport de carbone ; mais il n’a jamais été confirmé. Il a été signalé aussi l’existence de microbes ou parasites africains risquant d’être résistants aux pH élevés : là non plus aucun cas réel n’a été observé si l’on suit des règles normales d’hygiène.

Une agitation insuffisante (cas encore trop fréquent) risque de conduire à des zones en anaérobiose et à la prolifération de micro-organismes anaérobies sulfito-réducteurs dont la norme maxi est de 100 par gramme (du moins en France) et de Clostridium perfringens.

Les cultures contiennent par ailleurs des bactéries biodégradeuses adaptées au milieu de culture et qui jouent un rôle bénéfique, à côté du zooplancton, en purifiant le milieu et en recyclant des nutriments, tout en aidant à éliminer l’oxygène et en fournissant du gaz carbonique. La prolifération de ces bonnes bactéries exige une concentration suffisante en fer (de préférence chélaté), par exemple 0,5 ppm, et un pH inférieur à 10,8.

Des germes de moisissures sont toujours présents dans les cultures car des moisissures apparaissent régulièrement sur le flottant laissé longtemps sans agitation (comme à la surface des confitures artisanales), et l’analyse bactériologique décèle couramment de 5 à 500 colonies/g, sans qu’aucune norme ait été imposée dans la plupart des pays.

L’usage du sucre comme apport de carbone, ainsi que le fait de ne pas récolter pendant longtemps, provoquent une augmentation dans la culture du nombre de microorganismes filamenteux apparemment incolores, qui gênent la filtration mais ne se retrouvent pratiquement pas dans le produit fini (N.B. ces filaments apparemment incolores semblent provenir des boues où ils sont présents en grand nombre). Nous savons maintenant qu’il s’agit d’une cyanobactérie, un Phormidium

Une analyse bactériologique de vérification devrait être faite sur le produit fini de temps en temps (une ou deux fois par an ?). En raison des risques de contamination après récolte, une pasteurisation du produit fini peut être nécessaire mais elle doit être évitée si possible.

Attention : dans certains pays, l’eau servant aux nettoyages, rinçages, etc. pouvant être contaminée, cela peut être une source de contamination pour le produit récolté. Dans ce cas il est suggéré l’emploi systématique d’eau de Javel pour tous les nettoyages, avec rinçage final à l’eau chlorée (minimum 1 ppm de chlore actif libre : voir § suivant ; soit environ 1 goutte d’eau de Javel (vendue au litre, 2,8% de chlore actif) dans un litre d’eau de rinçage).

Il est rassurant de savoir que les microbes disparaissent en deux mois de stockage de la spiruline bien sèche et bien emballée.

7.14) Empoisonnement chimique

Les détergents et les sucres ne sont pas toxiques à la dose de 100 ppm. Un gros excès d’urée ou d’ammoniac provoque la mort des spirulines, le milieu de culture devenant « laiteux », avec mousse jaune ou verdâtre et des boues abondantes ; mais en général il y a assez de spirulines survivantes (sinon on peut réensemencer) pour régénérer spontanément la culture en une dizaine de jours si l’on prend la précaution d’ombrer.

Dans une série d’expériences on a trouvé qu’une dose de 8 ppm de chlore actif apporté par l’eau de Javel (hypochlorite de sodium) tue les spirulines dans leur milieu de culture à pH < 9, mais qu’elles résistent à 4 ppm ; à pH 10,6 elles ont résisté à une dose de 12 ppm (mais l’effet du chlore varie suivant la demande en chlore du milieu). Les doses algicides généralement recommandées pour une eau à pH neutre sont entre 0,5 et 1 mg de chlore actif par litre.

N.B. : l’eau de Javel commerciale concentrée en berlingots titre 11 % de chlore actif, l’eau de Javel ordinaire vendue au litre titre 2,8 %. Il faut savoir que le pouvoir algicide de l’hypochlorite est beaucoup plus fort à bas pH qu’à pH élevé. Le thiosulfate (Na2S2O3, p.m. = 158) peut être utilisé pour neutraliser le chlore actif : il faut théoriquement 4,5 g de thiosulfate par g de chlore actif, selon la réaction :

2 Na2S2O3 + Cl2 = 2 NaCl + Na2S4O6 (dithionate)

Le thiosulfate est souvent vendu sous forme de pentahydrate (p.m. = 248), dans ce cas il en faut 7 g/g. Il est recommandé d’utiliser un excès de thiosulfate, par précaution.

7.15) Manque d’oxygène (hypoxie)

Si l’oxygène peut être considéré comme un poison pour la spiruline quand il est en forte sursaturation pendant la photosynthèse active, ce n’est pas le cas en l’absence de lumière puisque la spiruline a alors besoin d’oxygène pour respirer, comme les autres microorganismes aérobies présents. La teneur en oxygène du milieu de culture en équilibre avec l’air atmosphérique est donnée par la formule approchée suivante : mg/l ou ppm d’oxygène = 0,616 x (pression atmosphérique en mmHg) x (1 – 0,0009 x altitude en m.)/(31,64 + T°C) – 0,035 x (salinité en g/l), soit par exemple 8 ppm à 25°C.

Au pic de la période de photosynthèse active la teneur en oxygène du milieu de culture peut largement dépasser la saturation et monter à plus de 30 ppm. Mais la respiration de la spiruline consomme 1,2 g d’oxygène par g de spiruline « brûlée » soit facilement 3 g d’oxygène/m²/nuit, et de l’oxygène est aussi consommé par les autres microorganismes, surtout si le milieu contient du sucre et d’autres produits biodégradables ; de la sorte le taux d’oxygène dans le milieu chute rapidement après l’arrêt de la photosynthèse, surtout si la concentration en spiruline est élevée.

Comme l’a montré Jacques Falquet on atteint facilement l’anoxie en présence de 100 ppm de sucre, même en agitant la nuit. De l’oxygène de l’air se dissout dans le milieu dès que celui-ci est en dessous de sa concentration d’équilibre, mais cet effet est négligeable s’il n’y a pas d’agitation. On évalue l’absorption d’oxygène de l’air, en g/heure/m², par la formule très approchée tirée de l’expérience piscicole = 0,3 x (puissance d’agitation, W/m²) x (concentration en oxygène à l’équilibre – concentration actuelle, en ppm), soit par exemple pour un bassin agité en continu avec 1 W/m² et contenant 200 l/m² à 5 ppm d’oxygène : 11 g d’oxygène/m²/nuit. Il n’est donc pas étonnant que le fond d’un bassin non agité pendant la nuit manque d’oxygène et que les boues subissent une fermentation anaérobie avec formation de bulles de gaz insoluble (méthane) entraînant des remontées de boues vers la surface. Pour combattre cette situation, on peut agiter le dépôt de boues au balai et maintenir l’agitation de la culture la nuit, mais le plus efficace est d’enlever régulièrement l’excès de boues du fond du bassin. On enlève ces boues soit en transférant la culture dans un autre bassin, soit en aspirant le fond par pompe ou siphon. Il existe dans le commerce un aspirateur à boues, mais on peut s’en bricoler un assez facilement avec une pompe d’aquarium fixée au bout d’un manche à balai. Le mélange de boues et de milieu de culture éliminé peut être recueilli dans une bassine pour décanter les boues et recycler la majorité du milieu de culture.

Les spirulines ne semblent pas souffrir en cas d’anoxie pendant quelques heures par nuit. Amos Richmond a montré que la respiration était très faible dans les cultures très concentrées, donc dans les couches flottantes. On sait qu’on peut maintenir en vie une culture en ne lui donnant qu’un petit bullage d’air pendant la nuit, ne permettant qu’une respiration minimale. On sait aussi que dans les premiers temps de l’existence des spirulines sur terre, il n’y avait pas encore d’oxygène dans l’atmosphère, et pourtant les spirulines ont traversé cette époque victorieusement : il est probable que de l’oxygène qu’elles produisaient pendant le jour il leur en restait encore, dissoutes dans leur milieu de vie, des traces suffisantes la nuit pour survivre.

7.16) Maladies

Il arrive, très rarement, que des spirulines présentent des déformations, ou une boursouflure, ou alors des excrétions jaunes à une extrémité ou sur un côté des filaments, faisant penser à un éclatement de la paroi avec épanchement du contenu des cellules (spirulines dites « étripées »). Il est possible que cela résulte d’une attaque par virus cyanophages. Dans la pratique, ces anomalies disparaissent d’elles-mêmes au bout de quelques jours de marche dans des conditions normales ; il est rare que cela aboutisse à la mort de la culture.

Photos de spirulines « étripées » vues au microscope, Ecole d’agriculture Don Bosco à Linares (Chili), 1998 :

Le maintien de la spiruline éclairée 24h/24 produit des filaments déformés, irréguliers. Il faut à la spiruline au moins 8 hr de nuit.

7.17) Métaux lourds

La spiruline absorbe très facilement les métaux lourds présents dans le milieu de culture. Certains sont toxiques pour l’homme (mercure, plomb, cadmium). On trouvera en Annexe 17 les teneurs maximum en métaux lourds autorisées en France dans la spiruline.

7.18) Nettoyage des bassins

Il est bon de nettoyer les bassins environ tous les 3 mois, ou avant que les boues de fond soient suffisamment épaisses pour fermenter et donner des boues flottantes. Mieux vaut en fait éliminer au moins partiellement les boues, de temps en temps, par aspiration au fond et décantation dans un bac à part : cette pratique, jointe au maintien de l’aération nocturne (par agitation), d’un pH modéré (< 10,5) et au brossage soigneux et quotidien des côtés, du fond et des replis du bassin, favorise l’autoépuration du milieu. Le seul brossage, sans enlèvement des boues, est moins efficace et peut provoquer des remontées de boues. Pour être efficace le brossage doit être impérativement quotidien (même le dimanche) et complet, et débuter dès le commencement de la culture ; c’est donc une astreinte importante que beaucoup n’acceptent pas.

La meilleure méthode de nettoyage complet (par exemple annuel) d’un bassin est de transférer provisoirement la majeure partie du contenu du bassin dans un bassin voisin, puis de vidanger les boues, et brosser les bords et le fond, en rinçant. Attention aux recoins (plis du film plastique dans les angles). Il y a souvent un dépôt blanc incrusté sur le film : il s’agit d’un dépôt minéral, qu’on peut enlever par badigeon d’acide chlorhydrique dilué, qui a l’avantage de stériliser en même temps (on y a recours surtout lors des changements de souche).

7.19) Epuration du milieu de culture

Au bout de 2 à 6 mois de culture (selon le niveau de productivité et de soins de nettoyage), sans purge, le milieu de culture, neuf et parfaitement clair au départ, devient plus ou moins trouble et coloré en jaune-brun, la vitesse de filtration baisse et le pressage de la biomasse devient difficile. La pratique des purges régulières ou le remplacement total du milieu règle ce problème mais cela peut gêner l’environnement, et coûter trop cher en produits.

L’expérience a montré qu’un milieu « usé » peut être partiellement régénéré par simple décantation dans un bassin profond non agité, pendant un temps variable selon le degré d’épuration désiré. Il est probable qu’une partie des EPS se biodégrade pendant cette opération, mais une partie se dépose au fond, sous forme d’un dépôt plus ou moins coloré qui peut être envoyé au compost.

Il est possible d’obtenir ainsi une turbidité faible (Secchi noir de plus de 30 cm), par contre il reste des produits organiques dissous (le test de filtration sur 400 g est tout de même bon = 330 g filtrés en une minute par exemple).

Avant de réutiliser le milieu épuré il est bon de l’aérer pour supprimer les bactéries anaérobies présentes au fond du bassin de décantation.

Si le milieu envoyé au bassin d’épuration contient des spirulines, cela n’a pas d’importance : on pourra récupérer la couche flottante. Cela peut même être un moyen complémentaire pour réduire le pourcentage de spirulines droites non flottantes ou de chlorelles.

Mais il y a mieux que la simple décantation : la filtration sur filtre à sable (par exemple de piscine ou d’irrigation au goutte-à-goutte), qui élimine la majorité des micro-algues.

Et il y a encore bien mieux : le milieu décanté et/ou filtré sur sable peut être soumis à une oxydation biologique en l’absence de lumière, avec injection d’air (aucun ensemencement en bactéries spéciales n’est nécessaire, les bactéries ambiantes naturelles suffisent, à condition toutefois que le pH soit modéré, inférieur à 10,5 de préférence, et que le milieu soit suffisamment riche en nutriments pour la croissance des microorganismes épurateurs), suivi d’une nouvelle décantation ou filtration pour éliminer les résidus (« boues actives »).

Par ces moyens on arrive à réduire la charge organique (DCO ou DBO) et la coloration du milieu épuré suffisamment pour que son recyclage permette de ne jamais avoir besoin de renouveler le milieu de culture ; cela se pratique ainsi à la ferme de spiruline de BIORIGIN en Equateur depuis une dizaine d’années (voir publication au Colloque des Embiez 2004).

Signalons une possibilité d’épuration chimique rapide et simple du milieu de culture usé par exemple par l’ajout d’eau de Javel (environ 5 % d’eau de Javel à 2,6 % de chlore actif) qui stérilise et épure totalement le milieu en quelques minutes, mais nécessite la neutralisation du chlore actif excédentaire par ajout de thiosulfate de sodium (Na2S2O3, 5 H2O) à raison de 5 g/litre avant recyclage. Cependant l’oxydation chimique par l’eau de Javel, ou le permanganate de potassium, ou l’eau oxygénée ne peut être recommandée tant qu’on n’aura pas vérifié qu’elle n’induit pas l’apparition de composés potentiellement dangereux pour le consommateur. L’oxydation à l’air ozoné est très efficace et ne produirait pas de composés dangereux, mais il faut disposer d’un ozoniseur et de plus la dissolution de l’ozone dans le milieu de culture à traiter n’est pas si facile.

L’épuration par oxydation de la charge organique, suivi éventuellement d’une exposition à l’air, réduit le pH du milieu de culture, jusque vers 10.

Une autre voie de purification et recyclage marche certainement mais devra faire l’objet de vérification avant qu’elle soit utilisée. Elle consisterait à laisser le milieu usé s’évaporer à sec en « natron artificiel », puis à calciner ce dernier à haute température (800 °C ?) en présence d’air de manière à obtenir des cendres blanches contenant du carbonate de sodium et du sel (plus des restes d’autres minéraux).

Un avantage complémentaire de l’épuration des filtrats avant leur recyclage est la disparition des petites spirulines passant à travers les toiles de filtration (leur recyclage direct conduit à un enrichissement plus ou moins rapide de la culture en petites spirulines).

En 2013 deux autres méthodes d’épuration ont été proposées : l’addition d’argile molle à 10 grammes/m²/semaine (élimine surtout les protéines), ou l’écumage avec stérilisation par lampe UV simultanée. Essais à faire pour préciser.

7.20) Morts subites de cultures

De nombreux cas de morts plus ou moins subites de bassins (surtout de Paracas) sont signalés même en été, sans qu’on sache encore avec certitude l’origine du mal. L’hypothèse d’un virus cyanophage n’est pas prouvée. L’hypothèse photolyse semble probable, même en été dans le Midi de la France : il faut admettre une très forte photosensibilité de la souche à froid (même à 20°C) et peut-être aux très hautes températures aussi.

Philippe Calamand préconise comme remède d’ajouter de l’ammoniaque à dose de 1 litre à 13 % pour 10 m3 de milieu si le problème est repéré à temps, dose pouvant être triplée si le cas est grave. Jeff Thévenet recommande de traiter avec de l’argile à raison de 1 gramme/litre dès l’apparition des symptomes.

La recherche des causes continue ; dans l’état actuel de l’enquête on est tenté d’accuser la mauvaise qualité de l’environnement. Eau pure et air pur paraissent nécessaires à la bonne marche de la spiruline ; il faut fuir les voisins non bio, les villes, les industries, les routes. On est en droit de faire une corrélation entre les ennuis de nombreuses cultures de spiruline situées en zones viticoles (ralentissements de croissance, morts de bassins…) et la virulence du mildiou obligeant les viticulteurs à traiter avec des produits énergiques.

Il peut y avoir plusieurs causes. La contamination par un virus cyanophage en est une (à l’étude).

Une autre hypothèse avancée, mais qui parait improbable, est l’invasion de la culture par une cyanobactérie concurrente en fins filaments droits qui est probablement du Phormidium, qui peut freiner la croissance des spirulines et même les faire mourir si sa concentration devient très forte. Cette cyanobactérie prenant naissance dans les boues (dont elle se nourrit en hétérotrophie sans doute), il faut faire la chasse aux boues pour l’éviter. Autre suggestion, plus facile à mettre en œuvre : travailler avec souche mixte et à concentration élevée en spiruline (ce qui va de pair avec une réduction de la profondeur de culture) : on favorisera ainsi la dominance d’au moins un des types de spiruline sur les cyanobactéries étrangères, et de plus on protègera mieux contre la photolyse.

Une remarque : la contamination d’une culture est d’autant plus probable que la surface de culture est grande, qu’elle soit répartie en un seul bassin ou entre un grand nombre échangeant entre eux la souche. Il faudra peut-être en arriver à adopter les bonnes pratiques des grandes fermes de spiruline, à savoir :

– Ne démarrer un bassin qu’à partir d’une souche pure, elle-même obtenue à partir d’un seul filament en milieu stérile et axénique, en prenant les précautions draconiennes usuelles dans les labos biologiques. Cela veut dire renoncer aux réensemencements faciles et instantanés à partir d’un voisin complaisant !

– N’admettre dans la ferme aucun visiteur ou employé qui ne serait pas habillé de pied en cap des vêtements de protection voulus et qui ne serait pas passé par un pédiluve stérilisant…