Bibliographie

BIBLIOGRAPHIE

N.B. Cette bibliographie n’a pas de caractère exhaustif, mais donne seulement la liste des articles ou ouvrages que nous ont été les plus utiles :

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DERNIERES REVISIONS

Révision du 21 octobre 2016 ; modifications pour améliorer l’utilisation de SPIRPAC-F

Révision du 30 septembre 2016 : Modifié le chapitre Calculs pour prendre en compte le fait que les liens hypertextes vers les logiciels ne fonctionnent plus dans la nouvelle version de Word, mais restent actifs en PDF.

Révision du 7 juillet 2016 : ajouté les recommandations d’intrants (Nourriture) de la FSF

Révision du 9 juin 2016-06-09 : à l’annexe A3 suppression de la mention du programme de calcul (qui n’est plus disponible)

Révision du 30 mai 2016 : K porté à 18 dans Medfeed au potassium sans salinbisation

Révision du 29 avril 2016 : on explique mieux la variable 163 dans la liste des variables de SPIRPAC-F

Révision du 23 avril 2016 : On précise que l’on admet pour simplifier que 12 % du carbone contenu dans la spiruline produite provient de l’urée (= 300 g d’urée/kg de spiruline) quelle que soit la quantité d’urée réellement utilisée (elle peut être nulle si l’on utilise de l’ammoniac ou du nitrate par exemple ou en cas de fixation d’azote de l’air).

Révision du 8 janvier 2016 : améliorations de détail

Révision du 19 septembre 2015 : concerne des modifications dans le calcul du prix de revient dans Spirpac-f surtout en relation avec le couplage avec sources de chaleur

Révision du 9 septembre 2015 : précisions concernant les variables 174 et 123 dans la notice Spirpac-f

Révision du 23 juillet 2015 : modifié les variables 105 et 178 dans la notice Spirpac-f

Révision du 22 avril 2015 : améliorations de détail, y compris sur Spirpac-f concernant le calcul mois par mois

Révision du 6 novembre 2014 : légère amélioration du chapitre Nourriture

Révision du 29 septembre 2014 : modifications de Spirpac-f concernant surtout l’épuration (pH du recyclat)

Révision du 19 mai 2014 : explications sur le calcul en cas de couplage avec méthanisation

Révision du 22 avril 2014 : ajouté dans le tableau de résultats journaliers de Spirpac-f une dernière colonne indiquant la chaleur de la PAC en kWh/jour ; ajouté une 188ème variable Spirpac-f, inutilisée pour le moment mais disponible.

Révision du 14 avril 2014 : modifié légèrement le § « Comment créer de nouveaux cas » de la Notice Spirpac-f (page 151)

Révision du 29 mars 2014 : corrigé dans Spirpac-f la fonction fnray, ce qui a pour effet d’augmenter la chaleur de chauffage; et ceci rend efficace l’écran thermique nocturne.

Révision du 14 mars 2014 : corrigé une erreur dans SPIRPAC-F concernant la variable 136 (option prix de revient dans milieu de culture initial)

Révisions du 4 au 6 mars 2014 : légères modifications du texte du Manuel et de SPIRPAC-F, sans portée sur les calculs, sauf l’option « PAC virtuelle » pour couplage avec méthanisation (variable 135)

Révision du 15 février 2014 : corrigé tableau journalier des résultats dans Spirpac-f

Révision générale du 8/2/2014

Révision du 8 janvier 2014 : contenu énergétique de la spiruline ramené de 500 à 380

Révision du 30 octobre 2013 : légère modification à la mesure de l’alcalinité

Révision du 20 juin 2013 : modifié Spirpac-f en ajoutant le calcul du prix de revient avec biogaz comme source de CO2 (méthane du biogaz à 2,43 €/kg)

Révision du 4 juin 2013 : quelques modifications chapitre séchage.

Révision du 9 avril 2013 : dans la notice de Spirpac-f, ajouté un alinéa au sujet de l’éclairage par LEDs ; ajouté aux Annexes un paragraphe de bonnes pratiques pour le test aux artémias.

Révision du 6 février 2013 : ajouté à SPIRPAC-F le calcul mois par mois du besoin de chaleur/m² en cas de chauffage par carburant, et l’ajustement automatique du nombre de jours par mois (à condition de commencer par janvier).

Révision du 23 novembre 2012 : modification de SPIRPAC-F qui n’affecte pas le calcul lui-même mais fournit des commentaires.

Révision du 4 août 2012 : modifié SPIRPAC-F pour limiter l’action de la variable 175 (seuil) aux options isol =1 et 2 et supprimer la prise en compte des « masques » dans la notice.

Révision du 14 juiller 2012 : enrichi SPIRPAC-F de la possibilité de moduler la taille de son graphique pour pouvoir s’adapter aux petits écrans, de plus en plus nombreux

Révision du 9 juin 2012 : modifié légèrement le paragraphe sur le calcul de la photoinhibition dans Spirpac-f (sans changer la formule de calcul du coefficient de réduction de la photosynthèse)

Révision du 4 juin 2012 : modifié légèrement la formule de calcul automatique des frais fixes dans Spirpac-f (pour faciliter le calcul manuel)

Révision du 29 mai 2012 : Ajusté l’affichage de Spirpac-f pour qu’il soit mieux adapté aux ordinateurs portables (résolution d’écran 1366-768 par exemple) et supprimé l’influence exceptionnelle des vitesses d’agitation supérieures à 30.

Révision du 14 mars 2012 : ajouté à Spirpac-f deux sites : Barcelone et Madrid. Le site des canaries s’appelle maintenant Santa Cruz de Tenerife

Révision du 10 mars 2012 : indiqué comment calculer le point de rosée à partir de la température et de l’humidité relative (dans Notice Spirpac-f) ; amélioré les alertes dans spirpac-f

Révision du 7 mars 2012 : perfectionné Spirpac-f en permettant de modifier le taux de respiration (variable N° 178) et en exprimant l’irradiation horizontale moyenne en Wh/m²/jour

Révision du 10 février 2012 : modifié la Notice d’utilisation de Spirpac-f (au § chauffage)

Révision du 28 octobre 2011 : corrigé le lien erroné pour la formule d’écoulement en plan incliné

Révision du 11 octobre 2011 : ajouté un descriptif sur les Peintures Alimentaires dans Annexe A21

Révision du 22 septembre 2011 : mise en conformité du titre de Spirpac-f avec la révision du 10 août 2011, idem pour le programme-source correspondant.

Révision du 30 août 2011 : modifié légèrement le résumé en anglais (Grow your…)

Révision du 10 août 2011 : dans Spirpac-f

• ajusté les coefficients de trouble pour coller avec les données d’irradiation globale horizontale mensuelles pour les sites français et africains (fournies page 153 du Manuel pdf)
• entre les lignes du programme « vasy : » et « samedia : » remplacé 30 par 365/12 = 30.4

Révision du 4 août 2011 : modifié Spirpacf pour majorer l’influence des nuages les mois de janvier, février et décembre de manière à être plus conforme avec les données d’irradiation globale horizontale pour Paris.

Révision du 1^er août 2011 : modifié Spirpac-f pour ajouter le cas Angers et pour commencer à ajuster l’irradiation globale horizontale des sites français et africains

Révision du 22 juillet 2011 : modifié Spirpac-f pour y inclure le calcul de l’irradiation globale horizontale sur la période de simulation, afin de permettre l’ajustement du facteur de trouble de manière à ce que cette irradiation soit proche de celles donnée par les statistiques climatiques du lieu. Ajouté en Annexe 3 de la notice des sources de telles statistiques pour l’Europe et l’Afrique.

Révision du 18 juillet 2011 : ajouté au chapitre Ensemencement le § 5.7 concernant les dérives de souches ; corrigé le titre du § « Morts subites » en § 7.20 ; signalé que des droites peuvent flotter.

Révision du 2 juillet 2011 : incorpore plusieurs modifications de détail, notamment sur les analyseurs de CO2 atmosphérique et la filtration de l’air entrant dans les séchoirs non thermodynamiques.

Révision du 27 Mai 2011 : ajouté au logiciel Spirpac-f le calcul de la chaleur fournie par la pompe à chaleur et apporté des améliorations de détail au logiciel, et à sa notice au § chauffage (sans changer la date de mise à jour du logiciel qui reste le 1^er Mai)

Révision du 12 Mai 2011 : améliorations mineures

Révision du 10 mai 2011 : compléments apportés au chapitre « Milieu » au sujet de la purification et du recyclage

Révision du 25 Avril 2011 : ajouté au chapitre « Milieu » la possibilité d’apporter le phosphore par le tripolyphosphate de sodium.

Révision du 4 Avril 2011 : Modifié logiciel DeltapH en le perfectionnant

Ajouté risque de photolyse à 39°C.

Révision du 12 Mars 2011 : Modifié l’annexe A26 concernant les roues à aubes.

Révision du 2 mars 2011 : Modifié les sorties de résultats des logiciels Spirpac-f et de Spitfix pour pallier des défauts d’apparence avec certains réglages de paramètres d’ordinateur

Révision du 5 Février 2011 : apporté des précisions sur le mode de calcul du prix de revient et des frais fixes dans la notice du programme Spirpac-f ; modifié légèrement la description du test aux artémias

Révision du 1^er Février 2011 : apporté une petite correction au programme SPITFIX

Révision du 30 Décembre 2010 : amélioré la formule de l’HCl N dans le chapitre A5 (mesure de l’alcalinité)

Révision du 22 Décembre 2010 : Ajouté la formule de dosage de l’allophycocyanine.

Révision du 15 Décembre 2010 : précisé la définition de la variable 175 dans la notice Spirpac-f et ajouté le risque de sulfito-réducteurs anaérobies en cas d’agitation insuffisante.

Révision du 1^er Octobre 2010 : remanié légèrement le § 4.5 du Manuel

Révision du 4 septembre 2010 : corrigé une petite erreur dans Spirpac-f concernant la variable 109 (« coefficient d’isolation thermique ») en cas d’isolation nocturne complète. Cette variable représente en fait la perte thermique et non le coefficient. Pas changé le titre du logiciel = « version du 23 août 2010 »)

Révision du 31 août 2010 : corrigé une petite erreur dans Spirpac-f concernant le cas isolation nocturne complète (précédemment on négligeait la perte de chaleur à travers l’isolant) ; pas changé le titre du logiciel = « version du 23 août 2010 »)

Révision du 23 août 2010 : modifié l’alerte du risque de photolyse dans Spirpac-f en mettant la condition que ce risque soit sur deux heures consécutives (au lieu d’une auparavant) et en supprimant la condition que la température soit inférieure à 25°C.

Révision du 19 août 2010 : modifié légèrement l’explication de la formule du seuil de photolyse dans la notice Spirpac-f

Révision du 13 août 2010 : ajouté un avertissement à ne pas confondre la soude caustique et les cristaux de soude

Révision du 30 juin 2010 : spécifié que le modèle Spirpac-f ne s’applique qu’aux cultures autotrophes

Révision du 23 Avril 2010 : abaissé de 0,05 à 0,04 la dose d’urée en cas de géométrie variable.

Révision du 16 Avril 2010 : corrigé un lien corrompu

Révision du 5 mars 2010 : dans le logiciel de simulation Spirpac-f, porté la durée du congé de week-end à 7 jours, modifié les variables n°112 (qui devient la concentration après récolte) et n°113 (qui devient la concentration initiale en spiruline) et rendu la variable n°175 efficace dans tous les cas (simule les masques dans les cas où il n’y a pas d’isolation du bassin)

Révision du 11 janvier 2010 : ajouté la variable 185 à Spirpac-f, et mis les logiciels : Absorption de CO2, Zabsco2, et Spitfix en VisualBasic

Révision du 16 juillet 2009 : modifié le chapitre Culture

Révision du 4 juillet 2009 : modifié le chapitre Présentation

Révision du 30 Juin 2009 : ajouté au chapitre Nourriture un exemple de « fixation » d’azote très élevée

Révision du 14 mai 2009 : ajouté au chapitre Séchage la finition du séchage au sèche-linge

Révision du 14 janvier 2009 : dans « Récolte » ajouté la pratique de Nayalgué de laver la biomasse à l’eau salée à 5 %.

Révision du 7 janvier 2009 : dans Spirpac-f, si la récolte est répartie sur toute la journée on attribue à la variable heure moyenne de la récolte la valeur 12, ce qui divise automatiquement par 4 les frais fixes de récolte.( Modification non faite dans Spiru-f).

Révision du 15 Novembre 2008 :

• perfectionné Spirpac-f en ajoutant options double et triple vitrages en PC, et modifié légèrement la translucidité du double vitrage PE. Ces modifications n’ont pas été faites dans la version Basic (Spiru-f), par manque de place, sauf la modification de translucidité.
• Corrigé le calcul du surplus d’électricité dans Spirpac-f (qui était basé sur la production totale hors remise à son niveau initial de la concentration en spiruline finale). Cette erreur n’est pas dans Spiru-f.
• Dans le chapitre « Nourriture » ajouté un § à la note c pour expliquer que la nourriture mixte urée/nitrate est compatible avec l’utilisation d’urée seule

Révision du 13 Novembre 2008 : corrigé les formules du butane et du propane dans « carburant »

Révision du 12 Novembre 2008 dans spirpac-f et spiru-f : suite à une campagne de mesure de la lumière par temps 100% couvert, on a augmenté de 15 à 20 % la lumière (% de la lumière par temps clair)

Révision du 7 Novembre 2008 : dans spiru-f et spirpac-f :

• annulé le coût des engrais en cas d’utilisation de biogaz
• corrigé le chauffage gaz et la régulation de température dans le cas d’isolation N°3

Révision du 30 Octobre 2008 :

• corrigé le calcul initial de la température du bassin en cas de chauffage par carburant dans spiru-f
• corrigé la consommation de carburant de chauffe dans spiru-f et spirpac-f

Révision du 22 Octobre 2008 : corrigé une erreur dans une alerte dans Spirpac-f

Révision du 29 septembre 2008 : dans spirpac-f et spiru-f correction d’une erreur de calcul du pouvoir calorifique du carburant dans le cas biogaz

Révision du 22 septembre 2008 : dans spirpac-f et spiru-f on sépare les débits gaz pour régulation et pour chauffage

Révision du 10 septembre 2008 : simplification de la formule d’oligoéléments, selon recommandations de Cogné et al. (Clermont-Ferrand)

Révision du 19 août 2008 : corrigé une petite erreur de programmation concernant l’option isolation = 3 dans Spiru-f et Spirpac-f

Révision du 20 juillet 2008 : modifié légèrement le chapitre Culture (§ Agitation), et fait une correction mineure dans Spiru-f (impression des résultats).

Révision du 11 juillet 2008 : dans les Annexes, mesure du pH : modifié le coefficient de température

Révision du 30 juin 2008 : dans Spirpac-f et Spiru-f modifié l’impact du risque de photoxydation sur l’ombrage automatique, et introduit des frais fixes pour ombrage.

Révision du 26 Juin 2008 : dans Spirpac-f et Spiru-f divisé par 4 les frais fixes de récolte au cas où il n’y a pas de séchage (puisqu’on peut récolter toute la journée)

Révision du 23 Juin 2008 : modifié Deltaph.exe en Visual Basic

Révision du 5 juin 2008 : amélioré les fonctions C ex pH et pH ex C dans SPIRU-F et dans SPIRU-E.BAS (impossible de le transcrire en .EXE, programme trop long), et dans CEXPH.

Révision du 13 mars 2008 : modifié légèrement SPIRPACF (rebaptisé SPIRPAC-F) et SPIRU-F pour leur permettre de traiter le cas de l’eau de mer.

Révision du 12 janvier 2008 : modifications importantes au logiciel de simulation SPIRPACF, pour intégrer les modifications de SPIRU-F et SPISIMP3.

Révision du 15 septembre 2007 : modifications majeures dans le programme de simulation SPIRU-F, non faites dans SPIRU-E ni SPISIMP3. Ces modifications comprennent l’introduction des variables 86 (option photoinhibition) et 92 (option ombrage intérieur) ainsi que de l’alerte de danger de photolyse.

Révision du 10 Août 2007 : modifié SPIRU-F, SPIRU-E et SPISIMP2 (modifié en SPISIMP3) en ce qui concerne la limite d’éclairement à basse température.

Révision du 23 juillet 2007 : modifié SPIRU-F, SPIRU-E et SPISIMP2 en ce qui concerne la limite d’éclairement à basse température.

Révision du 7 juillet 2007 : supprimé la variable 86 (augmentation température du globe) dans SPIRU-F et SPIRU-E

Révision du 16 juin 2007 : modifié SPIRU-F, SPIRU-E et SPISIMP2 (notamment monté de 5°C les limites inférieures de température de marche)

Révision du 14 Juin 2007 : ajouté un commentaire sur la différence entre Zarrouk et Vonshak dans les chapitres Calcul et Annexes

Révision du 9 Juin 2007 : dans l’Annexe Culture/ombrage, ajouté des précautions supplémentaires pour éviter la photolyse.

Révision du 4 juin 2007 : dans chapitre Calcul, supprimé la régulation par aération automatique à température < 38 °C

Révision du 28 mai 2007 : ajouté au Chapitre Milieu une remarque au sujet de l’injection d’acide phosphorique

Révision du 10 mai 2007 : ajouté un avis concernant la spiruline fraîche dans le chapitre Consommation

Révision du 20 avril 2007 : petit ajout au § Conditionnement du chapitre Séchage

Révision du 12 avril 2007

• Améliorations mineures dans les chapitres « Semis » et « Culture »

Révision du 31 mars 2007

• Dans le chapitre CALCUL :
  • ajouté que l’option isolation nocturne totale est possible même sans serre
  • ajouté que le coefficient d’absorption du CO2 et le coefficient d’ajustement de la photosynthèse peuvent être majorés de jusqu’à 50 % en cas de vagues et mousses à la surface du bassin
  • ajouté que la relation pH/rapport CO2/base, établie expérimentalement entre les alcalinités de 0,02 et 0,30, est admise valable en dehors de ces limites.

Révision du 19 mars 2007

• Modifié le § traitant de la spiruline bio dans le chapitre Nourriture
• Ramené l’urée dans la nourriture à 300 g/kg dans le chapitre Nourriture et dans le logiciel Milnour

Révision du 7 mars 2007

• Suppression des rotifères comme prédateurs des spirulines droites

Révision du 22 janvier 2007

• Modifié Spiru-f, Spiru-e (et Spsimpl et Spirpacf) pour que l’isolation nocturne complète ne coupe pas l’aération de la serre (mais coupe l’alimentation en carburant). L’usage de l’isolation nocturne complète (par exemple en liaison avec des bassins en plans inclinés) devient possible tout en alimentant la serre en CO2 dilué pendant le jour, ce qui était exclu avant. Elle est possible aussi avec des bassins en plein air.

Révision du 6 janvier 2007

• Modifié Spiru-f, Spiru-e (et Spsimpl et Spirpacf) pour ne mettre en place l’isolation nocturne (options isol = 1 et 2) que quand l’éclairement descend à un seuil prédéterminé (variable 87) et pour rendre possible l’option 1 pour la variable 77 (calcul automatique du recyclage recycle = prodj) dans tous les cas, indépendamment du calcul automatique des frais fixes.
• Quelques autres modifications (mineures) dans Chapitre Calcul

Révision du 28 décembre 2006

• Modifié Spiru-f, Spiru-e et Spirpacf pour permettre l’option isolation nocturne complète (isol = 1) sans serre, et, dans Spiru-f et Spiru-e, pour mettre à jour l’estimation des frais fixes calculés quand variable 71 = 0
• Modifié de façon mineure le Chap. Culture et les Présentations Power Point
• Corrigé une petite erreur dans le Cas 1 du programme utilitaire MILNOUR dans le chapitre Calcul

Révision du 1^er Décembre 2006

Ajout au chapitre Culture/droites et chlorelles éliminées par les rotifères

Ajout au chapitre Semis des recommandations sur la concentration initiale

Révision du 23 Novembre 2006

(Après crash du disque dur principal de l’auteur le 1/11/2006, reconstitution du Manuel dans son état après le 16 Octobre).

Ajouté au chapitre Calcul la façon d’éviter que le téléchargement des exe soit bloqué par les paramètres de sécurité.

Ajouté au même chapitre les principaux programmes-sources en QBasic.

Révision du 16 Octobre 2006

Petits compléments aux chapitres Consommation et Récolte

Révision du 18 septembre 2006

Ajout au chapitre « Culture », § nourriture carbonée, d’un complément sur la dose de bicarbonate de sodium optimum

Ajout de remarques dans le Chapitre « Calcul », § Prix de revient

Révision du 7 Septembre 2006

Modifications de SPIRU-F et SPIRU-E : introduction d’une variable (Main d’œuvre proportionnelle), suppression de l’actualisation des coûts, et harmonisation des deux logiciels.

Révision du 28 Août 2006

Apporté une légère correction (sans impact sur les résultats) à SPIRU-F et E

Révision du 5 août 2006

Apporté certains compléments au Chapitre « Culture » et « Semis »

Révision du 1^er juillet 2006

Modifié légèrement les recommandations finales

Révision du 6 juin 2006-06-06

Petite correction concernant le recyclage dans SPIRU-F

Révision du 1^er mai 2006

Quelques améliorations sur l’emballage (chapitre Séchage) et sur la contamination par des chlorelles (chapitre Culture)

Révision du 15 avril 2006

Dans CALCUL, légère modification de SPIRU-F concernant le recyclage

Révision du 20 février 2006

Dans le chapitre MILIEU, ajouté la méthode de fabrication de sulfate de magnésium à partir de cendres

Révision du 8 février 2006

Dans le chapitre Calcul, modifié les passages concernant le recyclage (consommation d’eau et d’électricité du recyclage), et en conséquence SPIRU-F et SPIRU-E

Révision du 2 février 2006

Dans le chapitre Calcul, corrigé le lien vers Notice Spirpacf

Révision du 24 janvier 2006

Traduit SPITFIX.EXE en français

Révision du 17 janvier 2006

Dans Calcul, dans SPIRU-F on a introduit un résultat nouveau : le volume de citerne pour autonomie en eau quand on a une serre.

Révision du 12 Décembre 2005

Dans Calcul, dans SPIRU-F et SPIRU-E on a rétabli la régulation de température par aération modulable dans le cas d’isolation nuit et jour, et on a introduit l’option « opmil » qui permet de calculer le prix de revient sans milieu de culture initial. Modifié METEO en conséquence.

Révision du 29 Novembre 2005

Petites améliorations au chapitre Culture (paragraphes Droites, EPS et Epuration)

Révision du 22 Novembre 2005

Petites modifications au texte du chapitre Calcul (gaz de combustion), et aux logiciels de simulation de culture.

Révision du 10 novembre 2005

Ajout de l’option calcul automatique des frais fixes dans SPIRU-F

Révision du 8 novembre 2005

Corrigé Milnour.exe.

Amélioré Spiru-f.exe et Calcul

Révision du 27 octobre 2005

Ajouté au logiciel de simulation Spiru-f la possibilité d’alimenter en CO2 de compostage (CO2 dilué)

Révision du 13 octobre 2005

Dans les Annexes, au § A13, corrigé le tableau des mélanges soude/bicarbonate de sodium

Dans le chapitre Milieu ajouté un alinéa sur ajout du phosphate après la soude

Légèrement modifié le paragraphe sur les larves dans le chapitre Culture

Révision du 23 septembre 2005

Ajouté dans le chapitre Semis l’adresse de J. Falquet

Ajouté dans les chapitres Milieu et Nourriture des précisions concernant l’usage d’urine

Ajouté dans le Chapitre Culture un complément sur l’épuration de milieux de culture usés.

Révision du 19 septembre 2005

Petits compléments au Chapitre Culture (sur eau de Javel)

Révision du 15 septembre 2005

Modification du cas 1 dans MILNOUR.exe

Révision du 12 septembre 2005

Amélioration mineure aux chapitres Culture et Calcul

Révision du 8 septembre 2005

Modifications mineures apportées aux chapitres Milieu et Nourriture

Révision du 30 août 2005

Dans Chapitre Culture, ajouté une précision concernant l’apparition d’amibes

Révision du 28 aout 2005

Dans le chapitre Culture, ajouté que les moustiques ne sont peut-être pas stérilisés par la consommation de spirulines.

Dans l’Index, corrigé le lien vers le résumé en espagnol; dans Cultivo, ajouté des liens dans le sommaire.

Révision du 19 août 2005

Dans le chapitre Culture, § Fer, ajouté la composition du Ferfol

Révision du 14 août 2005

Dans le chapitre Culture, § Agitation, ajouté qu’il est bon d’agiter la nuit.

Révision du 9 aout 2005

Dans le chapitre CALCUL mis en majuscules les noms de dossiers SPIRUL, etc.

Révision du 1^er Août

Légèrement modifié dans l’Annexe Technique le test de filtration et de turbidité

Révision du 27 juillet 2005

Ajouté aux chapitres Milieu, Culture et Annexes : ne pas stocker eau douce en présence de lumière.

Mise à jour de GROW (version en anglais)

Révision du 21 juillet 2005

Améliorations apportées au chapitre Culture, au sujet des chlorelles.

Révision du 14 juillet 2005

Modifications (mineures) dans Chapitre CALCUL, concernant la version Visual Basic du logiciel principal de simulation.

Corrigé une faute d’orthographe dans la Bibliographie (Puyfoulhoux)

Révision du 13 juillet 2005

Réfection d’un certain nombre de liens en vue de l’installation du Manuel sur le site des Petites Nouvelles (en raison des travaux le rendant momentanément inutilisable sur le site d’Antenna)

Révision du 30 juin 2005

Dans Chapitre Calcul ajouté le Cexph.exe aux Petits Programmes Utilitaires, et un lien vers ceux-ci.

Révision du 28 juin 2005

Dans chapitre Récolte, ajouté qu’on doit mettre la biomasse au frigo avant et après pressage

Révision du 24 juin 2005

Ajouter l’annexe technique A31 sur l’adoucissement de l’eau

Révision du 16 juin 2005

Améliorations de détail apportées au chapitre Calcul et à meteo.exe, spiru-e.exe, spiru-f.exe

Révision du 8 juin 2005

Dans le chapitre Culture, ajouté la possibilité de floculation en grumeaux verts faibles en EPS.

Révision du 6 juin 2005

Modifié le § 7.8 en ce qui concerne l’utilisation du glucose en remplacement du sucre comme apport de carbone

Eliminé un petit « bug » dans le logiciel spiru-f et spiru-e et SPIRPACF

Révision du 23/05/2005

Ajouté dans le sommaire un lien vers le résumé en espagnol

Révision du 18/03/2005

Ajouté à spiru-f et spiru-e une variable N°86 : augmentation de la température de la Terre par rapport aux conditions météo actuelles.

Adapté ces logiciels pour traiter des milieux à très basses alcalinités

Corrigé de petites erreurs dans la version Visual Basic de ces logiciels (Spirpacf)

Révision du 23/02/2005

Réintroduction de la variable « pH minimum pour récolte » (N°85) dans meteo, spiru-e et spiru-f

Révision du 22/02/2005

Correction mineure apportée à Spiru-f

Révision du 14/02/2005

Importante modification dans le chapitre Calcul : suppression du logiciel Spirpac, et intégration de la pompe à chaleur dans le logiciel normal Spiru-f (ou Spiru-e).

Cela ne change rien aux résultats, mais la marche sans pompe à chaleur exige que la variable N°79 ait la valeur 0, et la variable N°80 la valeur 45.

Révision du 4/02/2005

Corrigé les programmes de simulation (spirpacf, spirpac, spiru-f, etc), ce qui améliore un peu productivités et prix de revient dans les résultats

Révision du 25/01/2005

Corrigé Sel dans les résultats de Milnour.exe

Révision du 22/01/2005

Ajout dans Calcul et Notice Spirpacf d’une explication concernant le cumul des ombrages sur une culture de spiruline.

Révision du 6/01/2005

Dans les formules de calcul de milieu et de nourriture, ramené le P (hors Ca et Mg) de 14 à 10 mg/l et g/kg.

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GROW YOUR OWN SPIRULINA

Revised on August 30, 2011

NOTICE

• This is the condensed version of a « Manual of small scale spirulina culture » written in French and distributed by Antenna Technology.
• No warranty is granted on the contents.
• This is not one more book on spirulina. Excellent ones are available*, dealing with such topics as :
  • what is spirulina ?
  • what is its natural habitat ?
  • how did the Aztecs harvest it and eat it ?
  • how was it rediscovered 30 years ago ?
  • what nutrients, vitamins, minerals does it contain ?
  • what are its food-grade specifications ?
  • what are its numerous benefits for your health ?
  • how does industry manufacture and market spirulina ?
  • why is spirulina ecologically friendly ?
  • why has it such a brilliant future ?

The sole purpose of this little manual is to bring my field experience on small scale spirulina production to those who would need it : the answers to the above questions are assumed to be well known.

To make the presentation shorter, easier and more accurate, I decided not to avoid using common technical terms : in case some would confuse you, look up for an explanation in a chemistry college handbook.

What is called « spirulina » here actually bears the scientific name of « Arthrospira platensis« , a cyanobacteria. But the common name « spirulina » is universally used.

* See for instance « Earth Food Spirulina », by Robert Henrikson, published by Ronore Enterprises, U.S.A. (1994), and « Spirulina, Production & Potential », by Ripley D. Fox, Editions Edisud, France (1996), or « Spirulina platensis (Arthrospira) : Physiology, Cell-biology and Biotechnology », edited by A. Vonshak, published by Taylor & Francis (1997)

CLIMATIC FACTORS

Temperature is the most important climatic factor influencing the rate of growth of spirulina, provided there is enough light available.

Below 20°C, growth is practically nil, but spirulina does not die. The optimum temperature for growth is 35°C, but above 39°C spirulina is in danger.

Growth only takes place in light (photosynthesis), but no more than 16 hours a day. During dark periods, chemical reactions take place within spirulina, like synthesis of proteins and respiration.

Respiration decreases the mass of spirulina (« biomass ») ; its rate is much greater at high temperature so cool nights are better on that account, but in the morning beware that spirulina generally cannot withstand a strong light when cold (below 20°C).

Light is an important factor but full sunlight may not be the best illumination : 30% of full sun light is actually better, except that more may be required to quickly heat up the culture in the morning.

Individual spirulina filaments are destroyed by prolonged strong illumination (« photolysis »), therefore it is necessary to agitate the culture in order to minimize the time they are exposed to full sunlight.

Rain is beneficial to compensate for evaporation, but it must not be allowed to cause overflowing of the culture pond.

Wind is beneficial for agitating and aerating the culture, but it may bring dirt into it.

Artificial light and heating may be used to grow spirulina, although they might not be economical. Fluorescent tubes and halogen lamps are both convenient, but LEDs will be even better.

PONDS

Spirulina thrives in alkaline, brackish water. Any water-tight, open container can be used to grow spirulina, provided it will resist corrosion and be food grade type. Its shape is immaterial, although sharp angles should be avoided to facilitate agitation and cleaning. Its depth is usually 30 to 40 cm (twice the depth of the culture itself). It can be as small as 1 m² but 5, 20 or 100 m² are more economical. Dimensions are only limited by the necessity of accessing for agitation and cleaning. The bottom should have a slight slope and a recess to facilitate cleaning and emptying. Two ponds are better than just one, for practical reasons.

The most economical ponds are made of U.V. resistant, food grade plastic film of 0.5 mm thickness or more, with sides supported by bricks or a wooden structure or metal tubes. If termites are present, a layer of dry ash plus a layer of sand should be placed under the film to protect it, and of course wood should not be used.

Concrete ponds are a good, durable solution where experienced labour is available. Before starting the culture, the cement should be well cured and whitewashed.

A greenhouse over the ponds offers many advantages, provided it can be aerated and shaded. As a matter of fact, covering the ponds is necessary in many instances.

Agitation can be manual, with a broom, once every two hours. If electricity is available, aquarium pumps are practical to agitate the culture (one watt/m² is enough). « Raceway » ponds agitated by paddlewheels are standard in the industry, but somewhat outside the scope of this manual.

CULTURE MEDIUM

Spirulina can live in a wide range of compositions of water ; the following is an example of a convenient analysis :

Anions	Carbonate	2800 mg/liter
	Bicarbonate	720
	Nitrate	614
	Phosphate	80
	Sulfate	350
	Chloride	3030
Cations	Sodium	4380
	Potassium	642
	Magnesium	10
	Calcium	10
	Iron	0.8
Urea		< 40

Total dissolved solids: 12847

Density @ 20°C: 1010 g/liter

Alcalinity: 0.105 N (moles strong base/liter)

pH @ 20°C: 10.4

In addition, the solution contains traces of micronutrients.

Such solution can be obtained by dissolving various combinations of chemicals; here is one example convenient for many typical soft waters :

Sodium carbonate (soda ash)	5 g/liter
Sodium chloride, crude	5
Potassium nitrate	2
Sodium bicarbonate	1
Potassium sulfate, crystallized	1
Monoammonium Phosphate, crystallized	0.1
Magnesium sulfate, crystallized, MgSO4, 7 H2O	0.2
Lime	0.02
Ferrous sulfate, crystallized, FeSO4, 7 H2O	0.005

The water used should be clean or filtered to avoid foreign algae. Potable water is convenient. Water often contains enough calcium, but if it is too hard it will cause mud which is more a nuisance than a real problem. Brackish water may be advantageous but should be analysed for its contents or tested. Seawater can be used under some very special conditions, outside the scope of this short manual.

The culture medium described above is used to start new cultures. Yo increase the volume of culture the make-up medium should best be as follows : carbonate is replaced by bicarbonate (8 g/l in total), urea is up to 0.06 g/l, and nitrate is omitted.

Certain ions can be present in concentrations limited only by the total dissolved solids which should not be much over 25 g/l ; these are : sulfate, chloride, nitrate, and sodium. Sodium or potassium nitrate can replace urea, the advantage being a large stock of nitrogen ; urea is more efficient and chaeper to supply nitrogen but it may kill spirulina at too high concentration. Spirulina can grow on either nitrate or urea alone, but spirulina prefers urea (or ammonia).

Phosphate, magnesium and calcium cannot be increased much without precipitating magnesium or calcium phosphate, possibly leading to imbalances in the solution.

Potassium concentration can be increased at will, provided it does not become more than five times the sodium concentration by weight. This makes it possible to use potash solution extracted from white wood ash to replace sodium carbonate/bicarbonate should these not be available (let the potash solution absorb CO2 from the air until its pH has come down to 10.5 before using it). If fertilizer grade chemicals are used, they should be of the « soluble » or « crystallized » type, not of the « slow release », granulated type. Iron sulphate sold for treating lawns is not suitable.

Micronutrients traces contained in the water and in the chemicals are sufficient to support the initial growth.

In case of necessity (« survival » type situations), nitrogen, phosphate, sulfate, sodium, potassium and magnesium can all be brought by urine (from persons or animals in good health, not consuming drugs) at 5 ml/liter dosis and iron by a saturated solution of iron in vinegar (use about 0.1 ml/l).

Solutions of iron should preferably be introduced very slowly and under agitation into the medium. Dripping is best.

SEEDING

Choose a spirulina strain containing a high proportion of coiled filaments (less than 25 % straight filaments, and if available 0 %), easy to harvest, and containing at least 1 % of gamma-linolenic acid (GLA) based on dry weight.

Concentrated spirulina seed culture can be obtained either from the floating layer (if any) of an unagitated culture, or by rediluting a freshly filtered biomass (beware of lumps). A concentration of up to 3 g spirulina (dry) per liter is permissible if storage and transportation last less than a week’s time, and provided the seed culture be aerated at least two times a day. If aeration can be continuous, the concentration may be up to 10 g/l (weights of spirulina always refer to contained dry matter).

It is advisable to maintain the growing culture at a fairly high concentration in spirulina after each dilution with new culture medium, about 0.3 g/l : the « Secchi disk » reading (see Annex 1) should not be above 5 cm, i.e. the color of the culture should be clearly green (otherwise shading is mandatory). The rate of growth is about 30 % /day when light and temperature are adequate and the make-up culture medium is based on bicarbonate (without carbonate). As the growth is proportional to the area of the culture exposed to light, it is recommended to maximize this area at all times (i.e. use the minimum feasible depth during the expanding area period, generally 5 to 10 cm).

When the final area and depth (10 to 20 cm) are reached in the pond, let the spirulina concentration rise to about 0.5 g/l (Secchi disk at about 2 cm) before harvesting.

HARVESTING

When the spirulina is in good condition, separating it from the water (« harvesting ») is an easy operation, but when the culture gets too old and « sticky » harvesting may become a nightmare ( see § « Taking care »).

The best time for harvesting is early morning for various reasons :

• the cool temperature makes the work easier,
• more sunshine hours will be available to dry the product,
• the % proteins in the spirulina is highest in the morning.

There are basically two steps in harvesting :

• filtration to obtain a « biomass » containing about 10 % dry matter (1 liter = 100 g dry) and 50 % residual culture medium,
• removal of the residual culture medium to obtain the « fresh spirulina biomass », ready to be consumed or dried, containing about 20 % dry matter and practically no residual culture medium.

Filtration may be simply accomplished by passing the culture through a fine weave cloth, using gravity as the driving force. Synthetic fiber cloth (especially polyamide or polyester) with a mesh size of about 30 to 50 microns is the preferred filtering medium. Supporting the filtration cloth by a net will accelerate somewhat the filtration and protect the cloth against rupturing, but a simple bag made from the cloth works well also.

The filter may be installed above the pond to directly recycle the filtrate.

The culture to be harvested should be passed through a sieve (mesh size about 200 microns) to remove any foreign matter such as insects, larvae, leaves and lumps of polysaccharide or muds from the bottom of the tank.

When the spirulina floats, which is often case without agitation, it is efficient to scoop out the « cream », using a straight edge pail. Harvesting the floating layer (generally richer in spiralled spirulina) will tend to increase the % straight spirulina in the culture. Straight spirulina is more difficult to harvest. So actually it is not recommended to harvest the floating layer when both straight and spiralled spirulina are present.

The filtration is accelerated by gently moving or scraping the filter cloth. When most of the water has filtered through, the biomass will often agglomerate into a « ball » under the motion, leaving the cloth clean (this desirable condition happens mostly when the biomass is richer in spiralled forms and the culture medium is clean). Otherwise it may be necessary to scrape it out from the cloth.

The final dewatering is accomplished by pressing the biomass enclosed in a piece of filtration cloth plus a strong cotton cloth, either by hand or in any kind of press. The simplest is to apply pressure (0.15 kg/cm² is enough) by putting a heavy stone on the bag containing the biomass. The « juice » that is expelled comes out first colorless, later it turns slightly green and the operation must then be discontinued otherwise too much product will be lost. For the usual thickness of cake (about one inch after pressing), the pressing time is about 15 to 20 minutes. Practically all the interstitial water (culture medium) is removed, and some rinsing may be effected by the internal juices from ruptured cells. The pH of the well pressed biomass is near 7 (neutrality).

This pressing operation effects a more efficient separation of the residual culture medium than washing the biomass with its weight of water on the filter. Washing with fresh water may cause rupture of the cell wall of the spirulina due to osmotic shock, leading to a loss of valuable products; it may also introduce germs contained in the wash water. Washed biomass is more prone to fermentation than pressed biomass. Pressed biomass contains twice as much dry matter as unpressed biomass, which reduces the drying time.

When the biomass is too « sticky », for instance 100 % straight filaments, it may not be possible to dewater it : in such case, it must be washed.

FEEDING THE CULTURE

The nutrients extracted from the culture medium by the harvested biomass should be replaced to maintain the fertility of the culture medium.

The main nutrient is carbon, which is spontaneously absorbed by the medium from the air, as carbon dioxide (CO2), whenever the pH of the medium is above 10. However the air contains so little CO2 that this absorption is a slow process, corresponding to a maximum productivity of 4 g spirulina/day/m². This maximum rate is reached at or above pH = 10.5. Extra CO2 can be introduced to increase the productivity. Pure CO2 gas (from fermentation or from a cylinder) is introduced into a pipe through which the culture is being pumped and returned to the tank.

Another popular, although usually costly, means of feeding carbon is bicarbonate. Adding bicarbonate is an easy and efficient way of reducing the pH, but it increases the salinity and alcalinity of the medium ; to maintain the quality of the medium, it is mandatory to drain part of the culture medium from time to time and to replace it by new medium made from bicarbonate. Disposal of the drained medium may be an environmental problem and the cost may of the chemicals consumed may be uneconomical.

The amount of gas or bicarbonate to be fed is adjusted so as to control the pH at around 10.4. A pH lower than 10.2 may cause an overproduction of undesirable exopolysacharides (EPS). A good practical dose of carbon feed is the equivalent of 40 % of the spirulina produced (i.e. about 0.8 kg of CO2 per kg of dry spirulina harvested).

Apart from carbon, spirulina requires the usual major biological nutrients : N, P, K, S, Mg, Ca, Fe, plus a number of micronutrients. In many cases, the micronutrients and the calcium need not be fed to the culture, being supplied as natural impurities contained in the make-up water and as impurities in the chemicals used as food for the spirulina. In some locations, the water contains a large excess of calcium, magnesium or iron, that may become a nuisance by producing abundant mud. In such case pretreatment of the water is preferred.

The major nutrients can be supplied in various ways, preferably in a soluble form, but even insoluble materials will slowly be dissolved as the corresponding ions are consumed by the spirulina in the medium. Availability, quality and cost are the main criterions for selecting the sources of nutrients, but their content in valuable micronutrients may also affect the choice.

If fertilizer grade chemicals are used, they should be of the « soluble » or « crystallized » type, not of the « slow release », granulated type. Beware of the contents in « heavy metals » (mercury, cadmium, lead and antimony), as the spirulina readily absorbs these and strict specifications must be met.

Natural nitrate from Chile, where available, is a good source of nitrogen, not only on the basis of its low cost but also because it contains many valuable micronutrients apart from nitrogen. But very generally the cheapest source of nitrogen is urea. Urea, made up of ammonia and CO2, is an excellent nutrient for spirulina but its concentration in the medium must be kept low (below about 50 mg/liter). Excess urea is converted either to nitrates or to ammonia in the medium. A faint smell of ammonia is a sign that there is an excess of nitrogen, not necessarily harmful ; a strong odour however indicates an overdose.

Here is a feed formula convenient in most locations, per kg of harvested spirulina (dry product) :

Urea	300 g
Monoammonium phosphate*	50 g
Potassium sulfate	30 g
(or 40 g if no potassium nitrate is used in the culture)
Magnesium sulfate**	30 g
Lime	10 g
Iron sulfate**	2.5 g
Micronutrients solution***	5 ml

* Concentrated liquid phosphoric acid may replace the phosphate.

** The usual commercial product, cristallised with 7 molecules of water (crude iron sulfate sold for treating lawns is unsuitable)

*** Optional but useful to make the biomass easier to harvest and also to reduce the need for renewing the culture medium ; click on A26 to obtain the recipes, however in French.

In case of necessity (« survival » type situations), all major nutrients and micronutrients except iron can be supplied by urine (from persons or animals in good health, not consuming drugs) ; add daily doses equivalant to about 15 to 20 liters/ kg spirulina produced. Iron can be supplied by a saturated solution of iron in vinegar (use about 100 ml/kg) mixed with some lemon juice or citric acid.

Ferilizers other than urea can be fed every month or so, but urea (or urine) has to be fed daily, preferrably based on the average production expected.

TAKING CARE OF THE CULTURE

Apart from harvesting and feeding, a spirulina culture requires some attention in order to be kept in good condition.

Agitation is a requisite. Continuous agitation however is not required.

One third of full sun will saturate the photosynthetic capacity of spirulina, but shading is not required except to reduce the consumption of water (evaporation) or the temperature (< 38°C) or the pH (< 11.3). The temperature will practically never be too high, but the pH may soon become too high if insufficient carbon is supplied.

The depth of culture must be kept between 10 and 20 cm. Evaporation must be compensated for by adding water. Without a grrenhouse, rains must be compensated for either by evaporation or by draining part of the medium (in the latter case, add the chemicals corresponding to the volume of medium drained).

Accumulation of mud on the bottom may cause some to float due to anaerobic fermentation gases, and this will disturb the harvesting process. Therefore it is recommended to agitate the mud layer with a broom from time to time. If too much mud accumulates at the bottom of the pond, it can be removed by pumping or siphoning (preferrably while the spirulina is floating, in order to reduce the loss). Add new culture medium to replace the volume removed. Of course another way to remove the mud is to provisionally transfer the culture into another pond and clean the bottom.

In large industrial spirulina farms, continuous monitoring of the elements contained in the culture medium makes the exact make-up of individual micronutrient possible. But this is too costly for small scale operators, who then have to rely on renewing the culture medium plus the addition of minor amounts of a concentrated solution of micronutrients as mentioned above.

Excessive production of exopolysaccharides (EPS) by the spirulina or its too slow biodegradation will cause « stickiness » of the biomass and/or a flocculation of spirulina into undesirable aggregates. To control this, maintain pH, nitrogen and iron contents at a higher level in the culture medium. The pH should be above 10, preferrably above 10.3. Partial or total renewal of the culture medium also helps remedy the « stickiness » of the biomass.

Excessive turbidity of the filtrate may be reduced by slowing down the growth of spirulina and/or maintaining agitation during the night. This applies to the organic mud and EPS also. The culture is an ecosystem inside which various microorganisms (useful bacteria and zooplankton) live in symbiosis, resulting in a continuous, but slow, cleaning effect of the medium. If pollutants are produced more rapidly than this biological cleansing system can absorb, renewal of the medium will be necessary to keep it clean. Slowing down the growth may be obtained by shading or by reducing the rate of harvesting.

When stressed by a pH or salinity sudden variation, for instance by a heavy rain (more than 10% of the culture volume), the spirulina may sink to the bottom of the pond, where it will be in great danger of dying from suffocation. In order to facilitate the recovery, agitate the bottom often to give thespirulina filaments more chance to disentangle from the mud.

The culture may become colonized by predators living on spirulina, like larvae of mosquitoes and Ephydra flies, or amoebas. In our experience these invaders cause no other trouble than reducing somewhat the productivity. Often they can be controlled by increased salinity, pH or temperature, or they disapear by themselves after a few weeks, or due to a change in the weather.

If the concentration of spirulina is too low, the culture may be invaded by chlorella (a unicellular, edible alga). Fortunately, chlorella pass through the filter during harvesting : so you can harvest all the spirulina, recover the wet biomass, wash it with some new culture medium and use it to restart a new tank; The contaminated medium can either be discarded or sterilised. The same procedure should be applicable to diatoms.

Toxic microalgae like anabaena, anabaenopsis arnoldii and microcystis rarely grow in a well tended spirulina culture, but for safety’s sake it is recommended to have the culture checked by a microscopic (with phase contrast) examination and/or have the cyanotoxins analyzed once a year. A culture of young artemias can be used to check the absence of toxic algae : boil a little of the spirulina culture to be checked (10 % of the artemias culture) during one minute, cool it and mix it with the artemias culture : observe the small animals ; if they retain their vitality for at least 6 hours, there is no toxic algae. Artemias eggs are sold by aquariophilic stores. Actually theis artemias’ test is not quite sure.

Usual pathogenic bacteria do not survive more than two days at the high pH (> 9.7) of a spirulina culture in production ; however a microbiological assay of the product should be made also at least once a year. Contaminations generally occur during or after harvesting.

The color of the culture should be deep green. If it turns yellowish, this may be due to either a lack of nitrogen or an excess of light (photolysis) or of ammonia (excess of urea). In the latter two cases recovery is generally possible within two weeks while resting and shading the culture.

STORING THE PRODUCT

There is no question that freshly harvested, pressed biomass is superior to any other forms of spirulina. However it will not keep more than a few days in the refrigerator, and no more than a few hours at room temperature.

Adding 10 % salt is a way to extend these keeping times up to several months, but the appearance and taste of the product change : the blue pigment (phycocyanin) is liberated, the product becomes fluid and the taste is somewhat like anchovy’s paste.

Quick freezing is a convenient way to keep fresh spirulina for a long time.

Drying is the only commercial way to store and distribute spirulina. If suitably packaged under vacuum in aluminized heat sealed plastic bags, dry spirulina is considered good for consumption up to five years. In that kind of storage, most microbes disappear. But drying is an expensive process and it generally conveys the product a different and possibly unpleasant taste and odour, especially if the product is spray dried at high temperature as is the case in very large, industrial plants.

DRYING (see also Annex A6)

The industrial type of spirulina dryer is the spray drier which flash dries fine droplets at very high temperature and yields an extremely fine powder of low apparent density. This type is outside the reach of artisan producers. So is freeze drying, the best way of drying but far too expensive and complicated.

Sun drying is the most popular among small producers, but requires a few precautions. Direct sun drying must be very quick, otherwise the chlorophyll will be destroyed and the dry product will appear bluish.

Whatever the source of heat, the biomass to be dried must be thin enough to dry before it starts fermenting. Basically two types of shapes are used : thin layers of rather fluid biomass laid on a plastic film, and rods (« spaghetti ») laid on a perforated tray. In the former case the air flows horizontally over the film, while in the latter one it flows either horizontally or vertically through the tray. The rod shape is better as evaporation can take place all around ; rods are obtained by extrusion to a diameter of 1 to 2 mm. But rods must be sturdy enough to maintain their shape, so this type of drying is restricted to biomasses that can be dewatered by pressing into a paste of firm consistency.

Warm, dry air passed over or through the biomass to be dried must have a high velocity at the beginning of the drying process. Later on in the process the velocity of the air is less important than its dryness (therefore it is usual to end up with air heated at 68°C). The total duration of the drying should not exceed a few hours, preferrably 2 hours.

During the drying process as well as afterwards the product must be protected against contaminations from dust and insects and should not be touched by hands.

Drying temperature ideally should be limited to 42°C in order to avoid destruction of enzymes, vitamins and phycocyahin and anyway be limited to 68°C, and drying time to 7 hours.

Incipient fermentation during drying can be detected by smelling during the drying process as well as afterwards. However it is customary that a rather strong smell evolves from the biomass at the very beginning of the drying.

The dry chips or rods are usually converted to powder by grinding in order to increase their apparent density. The best storage is in heat sealed, aluminized plastic bags.

CONSUMPTION

Those persons who cannot stand the taste and odour of spirulina most probably were once exposed to a low quality product. Good quality fresh spirulina is so bland it can replace butter on toasts and can enrich almost any dish ; cold drinks can be prepared by mixing it with fruit juices. Fresh spirulina is a paste easily mixed, diluted, extruded, etc.

There are literally thousands of possible recipes making use of spirulina either fresh, frozen or dry, raw or cooked.

Above 68°C the gorgeous green color often turns brown in the presence of water. So you can choose your preferred color for soups and sauces.

ANNEX

A1) MEASURING THE CONCENTRATION IN SPIRULINA WITH THE SECCHI DISK

The « Secchi disk » is a self-made instrument : a piece of white rigid plastic fixed at the tip of a graduated rod. Dip it vertically into the spirulina culture until you just cannot see the white piece ; the reading in centimeters gives an approximate value of the concentration. If the medium itself (the filtrate) is turbid, use the appropriate curve (the turbidity of the filtrate can be measured using a black Secchi disk, and is expressed in cm in the same way as the concentration of spirulina).

As the reading depends on the eye of the operator, every one should make his own graph, based on absolute measurements of the concentration (by filtering a given amount, drying in the oven and weighing).

The reading also depends on the shape of the filaments.

The following graphs were established by the author for the Lonar (coiled) and for the Paracas (loosely coiled, almost straight) strains. They can be used as approximations.

A2) MEASURING THE SALINITY OF THE CULTURE MEDIUM

Use a densitometer calibrated for densities above 1.

Temperature correction :

D = DT + 0.000325 x (T – 20)

Where D = density at 20 °C, DT = density at T °C, expressed in kg/liter

Salinity SAL is calculated from D by the formulas :

If D > 1.0155, SAL = 1275 x (D – 1) – 0.75, g/liter

Otherwise, SAL = 1087 x (D-0.998)

A3) MEASURING THE ALCALINITY OF THE MEDIUM (ALCALIMETRY)

Titrate the medium using normal hydrochloric acid (concentrated acid diluted 10 times with water). Use pH 4 as the end point.

Alcalinity (moles of strong base/liter) is the ratio of the volume of acid used to the volume of the sample of medium.

A4) MEASURING THE PH

The pH meter should be calibrated from time to time. If standard calibration solutions are not available, self-made solutions can be made for calibration as follows (pH at 25°C) :

– pH 11.6 : 10.6 g sodium carbonate per liter water (freshly made solution or flask kept closed)

– pH 9.9 : 5.5 g sodium bicarbonate + 1.4 g caustic soda per liter water, or : 4.2 g sodium bicarbonate + 5.3 g sodium carbonate per liter water ; maintain in contact with the atmosphere and make up for evaporated water.

– pH 7 : 5.8 g monoammonium phosphate + 11 g sodium bicarbonate per liter of water ; maintain in a closed bottle.

– pH 2.8 : standard vinegar (6 % acetic acid, density 1.01).

Temperature correction on pH :

pH at 25°C = pH at T°C + 0.00625 x (T – 25)

A5) COMPARING SPIRULINA SAMPLES

Protein, iron, gamma-linolenic acid, heavy metals contents and the microbiological analysis can only be performed by a competent laboratory, but a few home-made tests can give an idea of the quality of a spirulina sample by comparing with a reference product.

Examination of color, odor and taste may reveal significant differences between samples. The green color should tend more towards the blue than the yellow color.

The « pH test » reveals the degree of removal of the culture medium from the biomass. On fresh spirulina simply measure the pH : if should be near 7. For dry spirulina powder, mix a 4 % suspension in tap water and measure the pH : the initial pH should be near 7 (for many commercial products it is near 9 or even 10), and after 12 hours it usually falls down to well below 6. For biomasses that were washed with acidified water, the initial pH may be acidic (< 7).

To assay the blue pigment phycocyanin content proceed as for the pH test on dry samples, mixing several times the suspension. After 12 hours, put one drop of the decanted solution on a white filter paper (for instance the « Mellita » filter paper for coffee making) maintained horizontal. The amount of blue color in the stain is more or less proportional to the concentration of phycocyanin in the sample. Some spirulina samples require to be heated to 65°C before the blue pigment be fully released into the solution. Phycocyanin is a protein that is the most important component of spirulina for heath ; it amounts to around 25 % of the total proteins.

To assay the carotenoids content, mix the dry powdered sample with twice its weight of acetone (or of 90 % ethanol) in a closed flask, wait 15 minutes, and put one drop of the decanted solution on filter paper. The intensity of the brown-yellow color of the stain is proportional to the concentration of carotenoids (and hence of beta-carotene) in the sample. Old samples stored without precautions contain practically no carotenoïds.

A6) HARVESTING AND DRYING SPIRULINA

Filtration is done on a 30 µ mesh cloth.

When most of the water has filtered through, the biomass will agglomerate into a « ball » under motion of the filtering cloth, leaving the cloth clean (this desirable condition happens when the biomass is richer in spiralled forms and the culture medium is clean). At this stage the biomass contains 10 % dry matter and it has a soft consistency ; it will not stick to plastic materials but rather glide on it.

Final dewatering of the biomass is accomplished by pressing the biomass enclosed in a piece of filtration cloth, either by hand or in any kind of press. The simplest is to apply pressure (0.15 kg/cm² is enough) by putting a heavy stone on the bag containing the biomass. The « juice » that is expelled comes out clear and colorless, and the operation can be discontinued when no more liquid drops out. For the usual thickness of cake (about one inch after pressing), the pressing time is about 15 minutes. Practically all the interstitial water (culture medium) is removed. The pH of the pressed biomass is near 8 and may even be brought below due to breakage of some spirulina cells, but it is not advisable to bring it too low.

This pressing operation effects a more efficient separation of the residual culture medium than washing the biomass.. Washing with fresh water may cause rupture of the cell wall of the spirulina due to osmotic shock, leading to loss of valuable products; it may also introduce germs contained in the wash water.

Pressed biomass contains twice as much dry matter as unpressed biomass. It has a firm consistency (can be cut by a knife like cheese). It can be eaten as is.

The biomass to be dried must be thin enough to dry before it starts fermenting. It is extruded into fine rods (« spaghetti ») of a diameter of 1 to 2 mm onto a plastic perforated tray (or nylon mosquito net). The rods must be sturdy enough to maintain their shape, so this type of drying is restricted to biomasses that can be dewatered by pressing into a firm consistency. In India the « indiappam makker » kitchen instrument can be used for extruding (the wooden type is preferred to the aluminium one).

During the drying process as well as afterwards the product must be protected against contaminations from dust and insects and should not be touched by hands.

Drying temperature should be limited 42 °C but can be briefly increased to 68°C near the end ; drying time should be no more than 7 hours. With good ventilation and low charge (1 kg fresh rods/m² of tray) the drying time may be reduced to 2 hours. The final % water should be less than 9. The dry product detaches itself easily from the tray.

Incipient fermentation during drying can be detected by smelling during the drying process as well as afterwards.

The dry rods are usually converted to powder by grinding in order to increase their apparent density. The best storage is under vacuum in heat sealed, aluminized plastic bags.

A7) A SIMULATION MODEL FOR THE CULTURE OF SPIRULINA

[This section deals with an old version of the simulation model which is no longer supported. However it is left here as an illustration. The present model is described in the French version only.]

Instructions for use of the simulation model (English version)

The models presented here are freely available for non-commercial uses. They can be run on any PC with DOS. Create a new folder on your local disk (C) and name it SPIRUL. In SPIRUL create 4 subfolders and name them SITES, PERSO, IMPRIM and EXE. Download BSI.EXE, METEO.EXE into the folder named EXE and run METEO.EXE once before using the models. The main model is SPIRU-E.EXE. The models can be downloaded into EXE or they can be run directly from their link (in this case, to the question input path ?, answer C:/SPIRUL/EXE).

If you ask for a printout of the results, go to the file SPIRU-E.DOC automatically generated in the folder IMPRIM, and print it. To print graphs use Print Screen.

Other models can be run the same way : SPITFIX.EXE for simulating laboratory cultures at constant temperature under constant light, and PRIXSPIR.EXE (French) for the calculation of spirulina cost prices.]

[Part of the following reproduces a paper given at the First ALGAL Technology Symposium, Ege University, Izmir, Turkey, October 24-26, 2001]

A PRACTICAL SIMULATION MODEL FOR SPIRULINA PRODUCTION

JOURDAN Jean-Paul, Le Castanet, 30140-Mialet, France

Abstract

A model was written to simulate the operation of a spirulina (Arthrospira platensis) culture under a greenhouse or in the open air. The rate of photosynthesis is assumed to be directly proportional to five functions when biomass concentration is above 0.1 g/l : photosynthesis = k x f(light) x f(temperature) x f(pH) x f(salinity) x f(stirring). The rate of respiration is assumed to be a function of the temperature. The solar illumination is calculated from the sun’s position and from local meteorological data; an artificial lighting may be provided. The culture temperature is calculated from a thermal balance and the pH from a CO2 balance around the tank. The calculations are carried out for each hour for a period of up to 600 days on end. The results include a graph of the daily production and a cost price analysis. In order to optimize the production about 80 technical parameters can be varied at will, including the temperature control means (inflatable double plastic roof, air circulation, shading, night cover, artificial heating). Various fuels are available either for heating or as a source of CO2. Make-up water may be saline and/or alkaline. Purified culture medium may be recycled at a lower pH to increase the growth.

The model appears to correctly predict the operation of a spirulina culture. It is useful to predict trends, optimize operating conditions, make technical and economic analyses, and as a tutorial aid.

Keywords : Arthrospira platensis, culture, simulation, model.

INTRODUCTION

The software SPIRU-E.EXE containing the mathematical model presented here is freely available for non-commercial uses. The program itself contains all necessary information for use.

The model is based on data from the literature plus data obtained by the author in the course of ten years of experiments with spirulina (Arthrospira platensis) culture. It makes use of basic equations from the solar energy and chemical engineering fields. It applies to any spirulina culture in an open air tank or under a greenhouse, in any climate. It also applies to the case of cultures flowing on inclined planes.

In addition to technical aspects, the model also calculates a simplified cost price for the product.

MATERIALS AND METHOD

Starting from a given set of initial conditions, the growth of spirulina is calculated hourly for the desired duration of the culture (up to 18 months), as a batch culture or rather as a semi-batch culture because of harvesting. The basis is one square meter of illuminated tank area. Temperature and pH of the culture are obtained by heat and CO2 balances around the tank and are the basis for the calculation of growth. The main hypothesis on which the model is based is that the rate of photosynthesis is assumed to be directly proportional to five functions when the biomass concentration is above 0.1 g/l :

photosynthesis = k x f(light) x f(temperature) x f(pH) x f(salinity) x f(stirring)

with the proportinality factor k chosen to best fit experimental results. This hypothesis may not be scientifically justified, but it makes the calculation much simpler ans gives acceptable results. This equation assumes that photosynthesis is not limited by nutrients other than bicarbonates, and that it is independant of spirulina concentration (which is largely true as the biomass concentration is maintained above 0.15 g/liter). The functions of light, temperature, pH and salinity are based on Zarrouk 1966, adapted to better fit experimental results when necessary. Figs. 1 to 5 (Fig1, Fig2, Fig4, Fig5) show these functions as used in the model. The function of the stirring rate is largely hypothetical (note : stirring and agitation will be synonymous in this paper).

For biomass concentrations below 0.1 g/l the photosynthesis is exponential and is calculated by multiplying the above equation by the factor (concentration/.01).

The net growth is calculated as the difference between photosynthesis and respiration. The assumed influence of temperature on the rate of respiration is illustrated in Fig6, based on Tomaselli et al., 1987 and Cornet 1992, for homogeneous cultures maintained in contact with air.

Ambiant air temperature and solar radiation are calculated hourly from meteorological data, latitude and altitude of the site, with formulas used commonly in the solar energy field. The average percent cloudiness is assumed to be concentrated each month in three series of days evenly distributed within the month, which are the rainy days of the month. Dew point and wind velocity are assumed to be constant within each month.

Greenhouses used may be equipped with various devices to control their internal climates : inflatable double plastic roof, adjustable ventilation, adjustable shading, fixed shading, infra-red reflectors (night screen) and night insulation. Various additional options for greenhouses in cold climates are available including heating by fuel combustion, night insulation and artificial lighting.

Adjustable and/or fixed shading and night screen may also be mounted on open air tanks.

Harvesting is done every day (except on 0 to 3 days without harvest per week) at a given time of the day, reducing the spirulina concentration down to a given fixed value, but is limited by the harvesting capacity. There is no harvest as long as the pH is below a limit (generally 9.6) in order to minimize the pathogenic germs. At the end of the culture period a final harvest reduces the concentration down to the initial value. The average productivity is based on the total duration of the culture period from inoculation to restarting a new culture, including the idle days.

The pH of the culture is controlled by daily feeding of CO2 or CO2-evolving compounds (bicarbonate, sugar) or (for greenhouses) CO2-containing combustion gases. The CO2 contributed by the urea and by the ventilation air is taken into account in the carbon balance. The absorption coefficient of CO2 from the air into the culture medium was experimentally determined as 20 gmoles/hr/m²/atm; this figure may be changed (in the following examples a figure of 18 was taken). The vapor pressure of CO2 over the medium is calculated using the formula given in Kohl and Riesenfeld 1960. The resulting rate of CO2 absorption from the air is illustrated in Fig7. The experimentally determined graph in Fig8 is used to relate the amount of CO2 contained in the medium to the pH of the medium. The CO2 consumption assumed in the examples given below is 1.8 gram per gram of spirulina grown, but the model allows it to be adjusted to take into account variations in the exopolysaccharide and other by-products according to the strain and the culture conditions.

The tank level is allowed to fluctuate between a minimum and a maximum value, and is controlled either by draining part of the medium or by adding water (plus the salts needed to maintain the quality of the medium) depending on the needs. The salinity and alcalinity of the make-up water are taken into account, but its hardness is neglected. The salinity and the basicity of the medium are controlled below given maximum values by replacing part of the medium by water (plus the required salts).

Purified, low pH culture medium may be recycled with no change in basicity, salinity, level nor temperature in the tank..

The cost price calculated by the model is based on the following formulas for chemicals usages :

	Medium,	Production,
	g/liter*	g/kg**
Monoammonium phosphate	0.08	50
Dipotassium sulfate	1.00	40
Epsom salt	0.16	30
Urea	0.02	300

(*plus the required sodium bicarbonate, carbonate and chloride corresponding to the initial basicity, pH and salinity)

(**plus the required amounts of C containing compounds).

The cost price also includes an adjustable fixed costs contribution.

The model does not take into account the cost of treatment of the spent culture medium, but it allows recycling of the treated medium.

RESULTS

The site of Izmir, Turkey was chosen to give a series of examples of results obtained using the model with 6 harvesting days per week. To facilitate comparison of the various cases, the same set of data were used in all cases, except the parameters being varied. A greenhouse of the simplest type is used in all cases, with no inflatable double roof, no shading, no night insulation nor night screen, but with adjustable ventilation. The standard duration chosen for the culture is one year. Table 1 and 2 (Table1, Table2) show the printout of the standard data used.

The daily results of each simulation come out both as a graph (Fig9) and as a table (not shown here), while average results over the period of culture come out as a table (Table3).

The search for the minimum cost price or the maximum production is effected by varying parameters.

Fig10 gives the relationship between the bicarbonate consumption (used as the sole pH controlling agent) and the productivity when using the simplest type of greenhouse (standard case for the examples given here) and when using a fully equipped, modern greenhouse. At low pH the simplest greenhouse is 25 % better than without any greenhouse.

Fig11 show typical results obtained by varying the pH control value while using bicarbonate as the sole pH controlling agent and Fig12 shows the same using liquid CO2. The optimum pH obviously depends on the cost of the carbon source.

Fig13 shows the negative influence of high biomass concentrations on the productivity, due to the effect of respiration.

Fig14 shows the negative influence of a high depth of culture on the productivity, due both to the reduction of the maximum temperature and to higher respiration.

Fig15 shows the minute influence the air circulation rate has on the productivity. When an artificial carbon source is used, the influence is negative due to lower temperatures. Without an artificial carbon source, it becomes positive due to more CO2 available from the air, but it remains negligible.

Fig16 shows the influence of the salinity of the make-up water on the productivity.

Fig17 gives an example where propane fuel is the sole artificial carbon source. The cost price can be quite low provided the air circulation rate is kept minimal.

Another use of the model is to evaluate the economic penalty due to shorter periods between changing the culture medium. For three changes per year instead of one, the penalty comes out to be 4 % on productivity and only 1 % on cost price in the example given here. So, as a new culture is easier to harvest, it is recommendable to renew the medium several times a year.

DISCUSSION

In spite of taking into account around eighty parameters, the model is far from comprehending the totality of the factors, notably biological, that influence the growth and quality of the spirulina produced in artificial conditions.

Although results from the model fit actual data generally well, the model has yet to be fully validated. It would be extremely desirable to compare a number of calculated and observed results, but for such comparisons to be valid, the data used should closely match the experimental conditions. Such a close match actually is beyond the scope of this work, but could constitute interesting thesis subjects for students. It is suggested that comparisons with actual results be communicated to the author for further validation or modification of the model. Laboratory studies are often conducted as batch cultures under constant illumination twelve hours a day. A variant of the model was developed to facilitate validation from such laboratory studies.

As it is, this model can be useful to predict trends, optimize operating conditions, make technical and economic analyses, and as a teachingl aid.

REFERENCES

Cornet J.F. 1992. Kinetic and energetic study of a photobioreactor (in French), Thesis, University of Paris-Orsay

Kohl A.L. and Riesenfeld F.C. 1960. Gas Purification, McGraw-Hill Book Co.

Tomaselli L., Giovanetti L., Pushparaj B. and Torzillo G. 1987. Biotechnologies for the production of spirulina (in Italian), IPRA, Monografia 17.

Zarrouk C. 1966. Contribution to the study of a cyanophycea : influence of various physical and chemical factors on the growth and photosynthesis of Spirulina maxima (in French), Thesis, University of Paris

TABLES AND FIGURES

[Note : in this paper, the coefficient of absorption of CO2, ka, was assumed to be 18 gmole/hour/m²/atm]

LEGENDS OF TABLES AND FIGURES

Table 1 Example of data

Table 2 Example of weather data

Table 3 Example of results

Fig.1 Photosynthesis vs. temperature

Fig. 2 Photosynthesis vs. pH

Fig. 3 Photosynthesis vs. light intensity

Fig. 4 Photosynthesis vs. salinity

Fig. 5 Photosynthesis vs. stirring rate

Fig. 6 Respiration rate vs. temperature

Fig. 7 CO2 absorption vs. pH

Fig. 8 CO2/base vs. pH

Fig. 9 Daily production

Fig. 10 Productivity vs. bicarbonate consumption

Fig. 11 Cost price vs. pH with bicarbonate (@ 0.8 $/kg)

Fig. 12 Cost price vs. pH with CO2 (@ 4 $/kg)

Fig. 13 Productivity vs. biomass concentration

Fig. 14 Productivity vs. culture depth or level

Fig. 15 Productivity vs. ventilation rate

Fig. 16 Cost price vs. salinity (total disolved salts) of make-up water

Fig. 17 Cost price vs. fuel rate with propane @ 1 $/kg as sole carbon source and ventilation rate = 0.1 m/hr

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CULTIVO ARTESANAL DE SPIRULINA

(Resumen de la version francesa)

28/08/2005

ÍNDICE

PROLOGO – ESTANQUES – FACTORES CLIMATICOS – MEDIO DE CULTIVO – INOCULACION – COSECHA – COMO ALIMENTAR EL CULTIVO – ATENCIONES DEL CULTIVO – CONSERVACION – SECADO – CONSUMO – ANEXO (CONCENTRACION – SALINIDAD – ALCALINIDAD – pH – HUMEDAD)

PROLOGO

El presente no es un nuevo libro sobre la spirulina; hay excelentes libros para responder a las siguientes preguntas:

• ¿ qué es la spirulina (Arthrospira platensis) ?
• ¿ dónde vive naturalmente?
• ¿ cómo fué descubierta en los años 1960?
• ¿ cuál es su composición nutritiva?
• ¿ a qué normas de calidad debe responder?
• ¿ cómo se la puede producir industrialmente?
• ¿ porqué se le predice un futuro brillante?

Consultar por ejemplo: « Microalga Spirulina, Superalimento del Futuro », por Robert Henrikson, Ediciones Urano (1994).

El único objetivo de este manual resumido es de aportar mi experiencia práctica en el cultivo de la spirulina en pequeña escala a quienes así lo necesitan.

Si algunos términos técnicos les parecen difícil de comprender, ustedes pueden consultar un manual de química para alumnos de colegio que podrá aclararlos.

¡En práctica, cultivar spirulina no es más difícil que cultivar tomates!

ESTANQUES

La spirulina vive en agua a la vez salada y alcalina, contenida en un recipiente (o estanque) resistente a la corrosión; poco importa su forma, salvo los ángulos que deben ser redondeados para facilitar la agitación y limpieza de los rincones. Generalmente utilizamos estanques con bordes de 40 cm (el doble de la profundidad normal del cultivo).

Los estanques pueden tener una superficie de 1 m² – es lo que corresponde a la necesidad de spirulina de una persona – pero los de 5, 10, 20 hasta 40 m² son más económicos. Las dimensiones son sobretodo limitadas por la necesidad de agitar el estanque.

El fondo del estanque debe tener un hoyo y una ligera pendiente para facilitar su desagüe.

Es preferible tener dos estanques que uno sólo grande por razones prácticas (transvase de uno al otro para limpiarlo por ejemplo).

Un modo de realizar económicamente estos estanques utiliza plásticos de 0,5 mm de espesor (PVC, EVA), de calidad alimentaria de preferencia; los laterales son soportados por un muro de ladrillos o una estructura de madera o tubos metálicos o PVC. Si hay termitas en la región, se recomienda colocar bajo el plástico una delgada capa de ceniza y una capa de arena seca.

El hormigón es un buen material para los estanques, pero necesita albaniles experimentados. La calidad del revoque es muy importante. Antes de agregar el medio de cultivo es recomendable pintar la superficie del estanque con dos manos de pintura común a la cal.

Un invernadero sobre los estanques ofrece muchas ventajas a condición de que pueda ser aireado y sombreado.

La agitación de los estanques se puede hacer a mano con escoba, una vez cada hora o dos horas (mas frecuente si el sol es fuerte). Si se dispone de electricidad se puede utilizar pequeñas bombas de acuario para agitar los estanques (una potencia media de 1 W/m² es suficiente).

Los estanques industriales son agitados con paletas, pero ésta es una técnica considerada como un poco difícil a emplear para los pequeños estanques artesanales que son los que aquí nos interesan.

FACTORES CLIMATICOS

La temperatura del medio de cultivo es el factor climático de mayor importancia para la rapidez de crecimiento y la calidad de la spirulina. Por debajo de 20°C el crecimiento es prácticamente nulo, aunque muchas spirulinas no mueren incluso a 0°C. La temperatura óptima para el crecimiento es 37°C. Encima de 42°C, la spirulina está en grave peligro.

La iluminación es indispensable para el crecimiento de la spirulina (fotosíntesis), pero no se debe mantenerla 24 horas contínuas por dia. Durante la noche reacciones bioquímicas continuan produciendose en la spirulina como la síntesis de proteinas y la respiración. La respiración disminuye la masa de la spirulina (la « biomasa ») sobretodo cuando la temperatura está elevada. Desde este punto de vista las noches frescas son buenas, pero la spirulina no puede soportar una fuerte iluminación al frío (debajo de 15°C). Aunque la iluminación es un factor esencial, el pleno sol no es ideal para la spirulina: una media sombra es preferible. Si el sol es la única fuente de calor para llegar a una buena temperatura, es un problema: por eso una temperatura ambiente elevada es preferible.

Un filamento individual de spirulina no puede soportar una exposición prolongada al sol: es destruido por fotolisis. De aquí la necesidad de agitar el cultivo.

La lluvia es benéfica para compensar la evaporación del agua, pero es necesario vigilar que no desborde el estanque.

El viento es también benéfico para la agitación de la superficie y para airear el cultivo, pero está el riesgo del aporte de polvo y hojas en el cultivo.

Notamos que la iluminación y el calentamiento artificiales pueden ser utilizados para hacer crecer la spirulina. Tubos de neón convienen para iluminar pero las lámparas ordinarias tienen la ventaja de calentar al mismo tiempo que iluminar.

MEDIO DE CULTIVO

El agua utilizada para hacer el medio de cultivo debe ser limpia o filtrada para eliminar las algas contaminantes.

El agua potable es conveniente. Si contiene demasiado cloro, se debe aerear.

Si el agua es muy dura, provocará la formación de depósitos desagradables pero no peligrosos. La utilización de agua salobre puede ser interesante pero es necesario analizarla antes de utilizarla.

Algunas aguas contienen bastante o demasiado magnesio y/o hierro.

El agua de mar, muy rica en magnesio, puede ser utilizada pero con precauciones o tratamientos que no están incluidos en este documento.

El medio de cultivo puede obtenerse disolviendo los productos químicos siguientes en el agua:

	g/litro
Bicarbonato de sodio	8
Sal	5
Nitrato potásico (o salitre)	2
Sulfato dipotásico	1
Fosfato monoamónico	0,1
Sulfato de magnesio (MgSO4,7H2O)	0,2
Solución de hierro (10 g de Fe/l)	0,1
Cal (si el agua es muy poco dura)	0,02

Si se utiliza sal no refinada, no se necesita el sulfato de magnesio.

La solución de hierro se prepara disolviendo 50 g de sulfato de hierro (FeSO4, 7H2O) y 50 ml de ácido clorhídrico concentrado en un litro de agua. Se puede también utilizar una solución saturada de hierro (clavos) en vinagre con un poco de jugo de limón o carambola.

Este medio de cultivo se utiliza para iniciar nuevos cultivos o para completar el nivel de los estanques luego de vaciarlos parcialmente.

La composición arriba mencionada puede variar en amplias proporciones. Así, en lugar de los 8 g de bicarbonato, se puede utilizar una mezcla de 5 g de carbonato de sodio y 1 g de bicarbonato, obteniendo un pH de 10,4.

Ciertos iones pueden ser introducidos en cualquier concentración, aunque limitada por la salinidad total que no debe sobrepasar de 25 g/l. Se trata de los iones: sulfato, cloruro, nitrato y sodio.

Los iones fosfato, magnesio y calcio no pueden ser utilizados en concentraciones muy elevada sin provocar la formación de depósitos minerales y desequilibrios en la fórmula.

La concentración en potasio puede ser aumentada a voluntad, salvo que ella no supere 5 veces la concentración de sodio (se trata de concentraciones en peso). Esto permite utilizar la potasa extraida de la ceniza de madera, con la lejía como reemplazante del bicarbonato/carbonato de sodio (es necesario dejar la lejía expuesta al aire suficiente tiempo para que ella se carbonate hasta que su pH baje debajo de 10,8 antes de utilizarla como base del medio de cultivo). La ceniza utilizada debe ser blanca.

En caso de necesidad (o situación de sobrevivencia) es posible reemplazar nitrato, fosfato y sulfato con la orina de personas o animales en buena salud y que no consuman medicamentos como antibióticos. La dosis es de 4 ml/l de medio.

El nivel normal de medio de cultivo en un estanque es alrededor de 20 cm, aunque es posible cultivar con 10 cm hasta 40 cm.

INOCULACION

Escoger una simiente (cepa) de spirulina bien espiralada, con pocos o no filamentos rectos (al menos 50 % espiralada). Una simiente concentrada se obtiene fácilmente a partir de un cultivo en buena salud, tomándola de la nata o rediluyendo con medio de cultivo una masa de spirulina fresca cosechada pero no exprimida. A la concentración máxima de 3 g de spirulina (contada en seco) por litro, la simiente se puede guardar y transportar durante una semana sin que ella se degrade, ésto a condición de que el recipiente sea medio lleno y ventilado al menos dos veces por día. Si la ventilación se hace con burbujas contínuas de aire, la concentración puede llegar a 10 g/l.

La inoculación consiste simplemente en mezclar la simiente con el medio de cultivo. Es recomendable mantener un nuevo cultivo inicialmente y en curso de crecimiento (dilución progresiva con medio de cultivo nuevo) con una concentración de spirulina alrededor de 0,3 g/l (bien verde).

Se puede esperar una tasa de crecimiento de 30 % por día si:

• la temperatura es correcta,
• el medio de cultivo es a base de bicarbonato,
• se aumenta la superficie del estanque manteniendo la profundidad del cultivo a bajo nivel (no superando 10 cm) y la concentración de spirulina alrededor de 0,3 g/l.

Cuando la superficie final del estanque es la deseada, aumentar el nivel y la concentración del cultivo hasta el nivel deseado y la concentración optima de 0,4 g/l antes de iniciar la cosecha.

COSECHA

El mejor momento para la cosecha es temprano en la mañana, por muchas razones:

• la baja temperatura hace el trabajo más agradable,
• habrá más horas de sol para secar el producto,
• el porcentaje de proteínas está a su máximo en la mañana,
• la filtración está mas rápida.

La cosecha comprende esencialmente dos etapas:

• Filtración para obtener una biomasa a 10 % de materia seca (1 litro = 100 g de seco),
• Exprimido para eliminar el medio de cultivo residual y obtener la « spirulina fresca », lista a ser consumida o secada, conteniendo alrededor de 20 a 25 % de materia seca según las cepas y la salinidad del medio.

La filtración se efectua simplemente por gravedad a través de una malla sintética (polyester o polyamide) de aproximadamente 40 µ (0,04 mm) de apertura. El filtro puede ser un saco colocado encima del estanque para reciclar directamente lo filtrado. Antes de ser filtrado el cultivo debe pasar por un colador o un tamiz de malla 0,3 mm para eliminar los cuerpos extraños como insectos, trozos de vegetales, etc. Se puede hacer uso de un recipiente de bordes rectos para la recoeccion de la capa flotante (si hay), evitando mover el fondo donde se encuentran los depósitos. La filtración se puede acelerar moviendo o raspando suavemente la malla. Cuando la mayor parte del agua es colada, la spirulina (la biomasa) se junta formando como una « bola » gracias al movimiento de la malla. A veces, la bola no puede formarse bien o se pega.

El exprimido final se hace simplemente a presión: la biomasa se pone como una torta de unos centímetros de espesor en una malla (la misma que sirve para la filtración es buena (preferablemente doblada) por una tela fuerte de algodon) entre dos placas ranuradas con pesos encima (piedras, ladrillos, bloquetas, etc.) o en una prensa o un lagar. Una presión de 0,2 kg/cm² durante un cuarto de hora es suficiente para eliminar el agua intersticial, aunque a veces la presión y/o el tiempo deben ser más largos para obtener una torta prensada suficiente firme. Detener la presión cuando el « jugo » se vuelve demasiado verde.

Este sistema es más adecuado que el lavado con agua para eliminar los restos del medio de cultivo sin destruir la spirulina, salvo que el exprimido sea muy difícil o imposible debido a una biomasa de calidad inferior (100 % de filamentos rectos por ejemplo). En este ultimo caso el lavado debe hacerse de preferencia con agua potable ligeramente salada y acidificada.

COMO ALIMENTAR EL CULTIVO

El principio consiste en reemplazar, luego de cada cosecha, los elementos nutritivos tomados del medio de cultivo por la spirulina cosechada, a fin de mantener la fertilidad del medio de cultivo. En la práctica los nutrientes se pueden añadir regularmente cada día según la productividad media.

El mayor elemento nutritivo es el carbono, que el medio de cultivo absorbe espontáneamente del aire bajo la forma de anhídrido carbónico (CO2) cuando su pH es mayor de 10. Como el aire contiene muy poco de CO2, la absorción de éste corresponde a una productividad máxima (cuando el pH llega a 11) de 4 g de spirulina por día y por m² de estanque. Es posible injectar CO2 suplementario para aumentar la productividad, bajo la forma de gas de fermentación alcohólica o de una botella de CO2 líquido: el gas burbujea en el medio de cultivo debajo de un plástico con soporte de madera (con superficie alrededor de 4 % de la del estanque) que lo retiene como una campana durante el tiempo que tarde en disolverse. O mejor el CO2 se puede introducir en un flujo de cultivo en un tubo o una manguera. Una dosis de CO2 conveniente es de 1 kg por kg de spirulina producida.

El azúcar puede reemplazar el CO2 como fuente de carbono (medio kg de azúcar = 1 kg de CO2).

Ademas del carbono la spirulina consume los nutrientes habituales en agricultura: N,P,K, S, Mg, Ca, Fe y oligoelementos. En la mayor parte de casos los oligoelementos y el calcio son aportados por el agua y las impurezas de los sales utilizados. En ciertos casos el agua contiene demasiado calcio, magnesio o hierro, lo cual produce depósitos minerales que a veces incomodan.

No utilizar los fertilizantes agrícolas granulados de disolución lenta (« slow release ») que contienen muchas impurezas. Utilizar los fertilizantes solubles cristalizados vendidos para las soluciones nutritivas hortícolas.

En Chile el salitre potásico es la fuente preferida de nitrógeno pero en la mayoría de paises la úrea es la fuente de nitrógeno más económica. La úrea es excelente para la spirulina a condición de limitar su concentración en el medio a 50 mg/litro. La úrea en exceso puede transformarse en nitrato o en amoniaco. Si en el cultivo se siente un poco el olor de amoniaco no hay peligro pero si el olor es fuerte al menos una parte de la spirulina morirá.

He aquí una fórmula clásica de alimento por kilogramo de spirulina (seca) cosechada:

Urea	300 g
Fosfato monoamónico	50 g
Sulfato dipotásico	40 g
Sulfato de magnesio (SO4Mg,7 H2O)	40 g
Cal	10 g
Solución de hierro (10 g/l)	50 g

En caso de necesidad todos los nutrientes salvo el hierro pueden ser proporcionados por la orina de personas o animales en buena salud y que no consumen medicamentos como antibióticos. La dosis a utilizar es alrededor de 17 ml/g de spirulina cosechada.

ATENCIONES DEL CULTIVO

Ademas de la cosecha y alimentación, un cultivo de spirulina requiere de algunas atenciones para mantenerse en buen estado de salud.

La agitación es necesaria pero no continuamente. Una vez por día, justo después de la cosecha, es bueno agitar el fondo del estanque para evitar la fermentación anaeróbica de los depósitos orgánicos. La agitación superficial debe realizarse una vez cada dos horas o más frecuentemente si hay gran iluminación.

Si la spirulina decanta al fondo del estanque (caso anormal pero que puede producirse por ejemplo luego de una brusca dilución por la lluvia) es evidente que es necesario agitarla frecuentemente para evitar que se asfixie.

La capacidad fotosintética de la spirulina es saturada por una luminosidad correspondiente a un tercio de pleno sol. Un sombreamiento es benéfico para la salud de la spirulina y además útil para reducir la evaporación del agua, la temperatura (< 40°C) o el pH (< 11). En la práctica es muy raro que la temperatura sea demasiado alta en estanques al aire libre, pero el pH puede subir muy alto si la alimentación en carbono es insuficiente.

El nivel de agua en el estanque debe mantenerse alrededor del nivel deseado. La evaporación puede compensarse agregando agua. Un exceso de lluvia puede ser rectificado vaciando una parte del medio para luego agregar los nutrientes contenidos en el volumen del medio arrojado.

Si se acumula mucho depósito al fondo del estanque, podemos reducirlo mediante bombeo o sifón del medio de cultivo cerca del fondo, allí donde encontramos el depósito en mayor cantidad. Luego agregar el medio de cultivo nuevo en cantidad igual al del volumen arrojado. Otro método, más radical, para sacar los depósitos consiste en transvasar el cultivo en otro estanque para limpiar el fondo.

En las grandes empresas industriales productoras de spirulina el contenido del medio de cultivo referido a cada nutriente, e incluso los oligoelementos, se determina por análisis químico, teniendo así la posibilidad de agregar la cantidad exacta de elementos que faltan. Este método resulta demasiado costoso para pequeños cultivos; en estos lo adecuado es renovar parcialmente el medio de cultivo de vez en cuando (por ejemplo 10 % cada mes).

Para evitar la formación de grumos con la cepa Lonar es recomendable mantener el pH encima de 10,2 así como un buen aporte de nitrógeno bajo forma de úrea.

El cultivo es un ecosistema en el cual diversos organismos viven en simbíosis: bacterias adaptadas que se nutren de deshechos orgánicos y zooplancton (como paramecias) que se nutre de bacterias, transformandolas en nutrientes minerales y CO2 para la spirulina. Bacterias y zooplancton consumen además el oxígeno producido por la spirulina, lo cual es favorable para el crecimiento de la spirulina. Estos procesos biológicos son bastante lentos, de suerte que si el nivel del cultivo es bajo y/o si la productividad en spirulina es elevada, podría haber acumulación de deshechos resultando en alta turbiedad y dificultad de cosecha. Para mejorar tal medio de cultivo sucio, basta renovarlo parcialmente o bajar la productividad sombreando el estanque o dejando subir la concentración de spirulina; el mejoramiento se produce normalmente en una o dos semanas.

El cultivo puede ser colonizado por pequeños animales que viven a expensas de la spirulina, como larvas de moscas Ephydra o de mosquitos, rotiferas o amebas (normalmente no tóxicas). Según nuestra experiencia estas invasiones no producen otros efectos molestosos que una reducción de la productividad. Para eliminar estos animales fisicamente podemos utilizar un colador (para larvas) o para eliminarlos biológicamente podemos aumentar momentáneamente la salinidad, el pH o la temperatura del cultivo. El incremento de la temperatura hasta 42°C parece el más fácil a realizar (con un invernadero) y también muy eficaz. Frecuentemente estos predatores desaparecen ellos mismos al final de algunas semanas.

Un cultivo donde la salinidad o la concentración en spirulina son muy bajas puede ser invadido por una alga verde monocelular (comestible): la clorela; felizmente la clorela cae al fondo del estanque cuando la agitación es apagada, quedando en la oscuridad donde ella muere al cabo de unos días. Lo mismo ocurre con las diatomeas. Para eliminar las clorelas se puede hacer una cosecha total y lavar la biomasa con un poco de medio nuevo para eliminar las clorelas de la biomasa, y luego utilizar la biomasa para inocular un medio nuevo.

Algas azul-verdes tóxicas como Anabaena, Anabaenopsis arnoldii y Microcystis no viven en un cultivo de spirulina bien atendido, pero por seguridad es recomendable hacer verificar su ausencia con un microscopio profesional por un microbiólogo una vez por año, y tambien hacer una analisis de cianotoxinas. Un cultivo de larvas de artemias en agua salada (30 g sal por litro) puede ser utilizado para verificar la ausencia de algas tóxicas: agregar al cultivo de artemias un poco del cultivo de spirulina y observar el comportamiento de las larvas: si al cabo de seis horas o más ellas estan siempre llenas de vitalidad, no hay una concentración peligrosa de algas tóxicas. Podemos adquirir huevos de artemias en las tiendas de acuariofilia. Pero ese método no es tan bueno que una analisis de toxinas.

Normalmente las bacterias patógenas habituales no pueden sobrevivir en el medio de cultivo cuando su pH supera 9,5 lo que es el caso durante la producción. Sin embargo es recomendable hacer controles bacteriólogicos de la spirulina cosechada al menos una vez por año o en caso de epidemia (el vibrio del cólera puede sobrevivir hasta pH 11).

CONSERVACION

Es cierto que la spirulina fresca (la biomasa prensada) es superior a toda otra forma de spirulina tanto del punto de vista organoléptico como por su valor nutritivo y de costo. Ella se conserva dos días en el refrigerador a 7°C o diez días a 1°C. Además se congela facilmente.

Para quienes no disponen de refrigerador ni congelador, el salado puede ser una solución. Se agrega 10 % de sal fina a la biomasa prensada, asegurando una conservación como de un mes, bajo una ligera capa de aceite. El salado modifica el producto: su consistencia se vuelve más fluída, su color más oscuro (la ficocianina azul es liberada) y el gusto se parece al de la pasta de anchoas.

El secado es el único modo de conservación comercial. Convenientemente embalada y almacenada la spirulina seca puede conservarse hasta cinco años; pero el secado es costoso y frecuentemente da al producto un gusto y olor que pueden ser juzgados desagradables por el consumidor.

SECADO

En la industria la spirulina es casi siempre secada por atomización en aire a muy alta temperatura, durante un tiempo muy corto; este proceso da un producto de extrema fineza, poco densidad aparente y mal olor. Este proceso es imposible de ser utilizado en pequeña escala. La liofilización es un proceso ideal para la calidad, incluso en pequeña escala, pero de costo tremendo.

El secado solar es frecuentemente utilizado por los pequeños productores, pero requiere de algunas precauciones. Si la exposición al sol directo, que es la más rápida, debe ser de muy corta duración sino la clorofila será destruida en la superficie y el producto aparecerá grisáceo o azulado.

Sea cual fuere la fuente de calor, la biomasa a secar debe ser puesta bajo la forma suficientemente delgada para secar antes de comenzar a fermentar. Dos fórmulas para ello: la pasta puede ser esparcida en capa delgada sobre un film plástico o puesto como tallarines en cilindros de pequeño diámetro (« spaghetti » de 1 a 2 mm de diámetro) sobre un plato perforado. En la primera fórmula el aire caliente pasa horizontalmente sobre el film mientras en la segunda éste puede subir verticalmente a través del plato perforado. La extrusión es teóricamente y prácticamente mejor si el diámetro de los tallarines frescos no sobrepasa 2 mm, pero al mismo tiempo hace falta que los cilindros tengan bastante resistencia mecánica para guardar su forma durante el secado y no « derretirse »; ésto es lo que impide el uso de este proceso de secado cuando la biomasa prensada es de calidad inferior y no es bastante firme. De todas formas un buen flujo de aire es el factor mas importante para evitar accidentes de secado.

Durante el secado y después la spirulina debe ser protegida del polvo y de los insectos y no debe ser tocada por la mano.

La temperatura de secado debe ser limitada a 65°C y el tiempo de secado a 6 horas. Si se seca a baja temperatura, como 42°C, es preferible terminar por 15 minutos a 65 °C para conseguir un buen grado de esterilización y también bajar la humedad del producto a 5 % de agua.

Si la fermentación ha comenzado durante el secado, la podemos detectar por su olor durante y después del secado.

Las escamas o tallerines secos son generalmente convertidos en polvo o trozos finos por molido para aumentar su densidad aparente y facilitar su almacenamiento.

CONSUMO

Las personas que dicen no poder soportar el gusto ni el olor de la spirulina han estado expuestas, ciertamente un día, a un producto seco de calidad mediocre. La spirulina fresca y de buena calidad es neutra, tal que puede reemplazar la mantequilla sobre las tostadas y puede servir para enriquecer prácticamente cualquier alimento; deliciosas bebidas heladas pueden ser preparadas mezclando la spirulina, especialmente fresca, con jugo de frutas. La spirulina fresca es una pasta fácil a diluir, mezclar o esparcir.

Hay literalmente miles de recetas posibles para utilizar la spirulina fresca, congelada o seca, cruda o cocida.

Notamos que sobre 70°C en presencia de agua el bello color verde de la spirulina (clorofila) a veces se vuelve marrón.

ANEXO

COMPARACION DE MUESTRAS DE SPIRULINA

Los análisis principales necesarios para juzgar la calidad de una muestra de spirulina (contenido en proteínas, hierro, ácido gamalinolénico, y análisis microbiológico) necesitan realizarse en un laboratorio, pero algunas pruebas muy simples pueden ser realizadas por el mismo productor, comparando muestras entre ellas. Una muestra de buena calidad puede servir como referencia.

El examen del color, olor y gusto es revelador de diferencias importantes. El color verde debe tender más hacia el azul que hacia el amarillo.

Para hacer el examen del pH de una spirulina seca, mezclar 4 gramos de polvo en 100 ml de agua y medir el pH al cabo de dos minutos y de 24 horas (agitar de tiempo en tiempo): el pH inicial debe normalmente estar próximo de 8 para descender luego a 6 o menos, pero ciertos productos comerciales están largamente fuera de estas cifras (generalmente pH superiores).

Luego de la prueba precedente podemos muy fácilmente obtener una medida comparativa del contenido en ficocianina (pigmento azul muy importante, que constituye un cuarto de las proteínas totales). Es suficiente poner una gota de la solución sobre un papel filtro blanco (filtro a café por ejemplo) y dejar secar la mancha: la intensidad del color azul es una medida del contenido en pigmento. Si el pigmento no « sale » bien, es posible que sea debido a un secado de la spirulina a baja temperatura; recomenzar la prueba luego de haber calentado la muestra seca a 65°C por un minuto.

El contenido en carotenoides (el betacaroteno constituye entre 40 a 50 % de los carotenoides totales) puede ser evaluado mezclando una muestra de spirulina seca en polvo con dos veces su peso de acetona o alcohol de 90° dentro de un frasco cerrado y agitado. Al cabo de un cuarto de hora, tomar una gota de la solución decantada y ponerla sobre un papel filtro para examinar el color de la mancha formada. La intensidad del color marrón-amarillo es proporcional al contenido en carotenoides. Notamos que el color de la mancha no se guarda más que unas horas y que en las muestras de spirulinas antiguas almacenadas sin precaución el contenido resulta prácticamente nulo.

MEDIDA DE LA CONCENTRACION EN SPIRULINA AL DISCO DE SECCHI

El « disco de Secchi » es un instrumento constituido de una barra de 30 cm de largo, graduada en centímetros (o concentracion despues de calibrar), teniendo en su extremidad inferior un disco blanco. Permite una medida aproximada de la concentración en spirulina.

Antes de medir, agitar para homogeneizar, luego dejar decantar los depósitos algunos minutos y anotar la profundidad en centímetros, allí justo donde es imposible distinguir el disco.

MEDIDA DE LA SALINIDAD DEL MEDIO DE CULTIVO

Ella se hace con la ayuda de un densímetro para densidades superiores a 1 (urinómetro por ejemplo) y se aplica la corrección de temperatura siguiente:

D20 = DT + 0,000325 x (T – 20)

donde:

D20 = Densidad a 20 °C

DT = Densidad a T°C

ambas expresadas en g/ml o kg/l.

A partir de la densidad a 20 °C, calculamos la salinidad total (SAL, en g/l) del medio de cultivo por las fórmulas:

Si D > 1,0076:       SAL = 1250 x (D20 – 1,0076) + 10

Sino:                   SAL = 1041 x (D20 – 0,998)

MEDIDA DE LA ALCALINIDAD DEL MEDIO DE CULTIVO

La prueba se hace por neutralización de una muestra del medio con ácido clorhídrico normal (ácido concentrado del comercio diluído diez veces); el punto final se medirá a pH = 4.

La alcalinidad (= moléculas de base fuerte por litro) es la relación entre el volumen de ácido utilizado y el volumen de la muestra del medio utilizada..

MEDIDA DEL pH DEL MEDIO DE CULTIVO

El pHmetro debe ser ajustado una vez por semana. Soluciones muestras pueden ser compradas, o preparadas como sigue (pH aproximativos a 20°C):

pH = 9,7 a 9,9 (según el contenido del aire en CO2): disolver 3,3 g de carbonato de sodio + 3,3 g de bicarbonato de sodio en un litro de agua demineralizada; mantener la solución en contacto con la atmósfera y agregar regularmente el agua para compensar la evaporación.

pH = 7,2: disolver 5,8 g de fosfato diamónico + 11 g de bicarbonato de sodio en un litro de agua demineralizada y mantenerlo en una botella cerrada.

pH = 2,8: vinagre ordinario a 6° (densidad 1,01)

Corrección de temperatura sobre el pH:

pH a 20 °C = pH a T°C + 0,00625 x (T – 20)

MEDIDA DE LA HUMEDAD EN LA SPIRULINA SECA

Colocar en un recipiente transparente y hermético (como un Tupperware) aproximadamente el mismo volumen de muestra de spirulina y de aire junto con un termo-higrómetro que se pueda leer de afuera sin abrir. Calentar o resfriar para que la temperatura sea alrededor de 25°C. Esperar el equilibrio de temperatura y de humedad.

Hay una correspondencia entre el % de humedad relativa (HR) en el aire y el % de agua en la spirulina, asi :

25 % HR = 5 % agua

32 % HR = 6

43 % HR = 8

49 % HR = 9

Para que se conserve bien la spirulina seca, su % de agua debe estar menos que 9 % (es la norma). Los microbios mueren dentro de dos meses en una spirulina a 7 % de agua..